허혈성 재관류 손상 및 급성 신장 손상에 대한 미토콘드리아 요법의 역할
Feb 25, 2022
추상적인
심각한신장 손상 (AKI)는 감소와 관련된 일반적인 임상 장애입니다.신장 기능허혈성 및 신독성 모욕 때문입니다. AKI의 병태생리는 다음과 같은 여러 세포 메커니즘을 포함합니다.신장실질 세포(상피 및 내피) 기능 장애 및 면역 세포 침윤. ATP 고갈을 유발하고 세포자멸사 및 괴사를 유발하는 미토콘드리아 손상은 허혈 재관류 손상(IRI)의 핵심입니다. 미토콘드리아 무결성과 기능을 직간접적으로 보존하는 약리학적(SS-31 또는 MitoQ), 세포성(수지상 세포 또는 중간엽 줄기 세포) 또는 유전적 전략은 전임상 모델에서 IRI 연결 AKI를 완화하는 것으로 나타났습니다. 흥미롭게도, 고립된 미토콘드리아는 최근 다양한 포유동물 세포에 의해 흡수되어 이식된 미토콘드리아를 수용 세포의 내인성 미토콘드리아 네트워크에 통합하고 심장, 간 및 심장, 간 및 심장을 포함한 허혈의 다양한 전임상 모델에서 허혈성 손상으로부터 보호에 기여하는 것으로 나타났습니다.신장. 미니 리뷰는 현재 사용 가능한 치료 전략을 요약합니다.신장 기능미토콘드리아 건강을 목표로 합니다.
키워드:급성 신장 손상; 미토콘드리아; 허혈 재관류 손상; 신장 손상; 신장 기능
소개
신장허혈-재관류 손상(IRI)은 급성 질환의 주요 원인입니다.신장 손상(AKI),신장 이식심장 수술, 패혈증 및 쇼크와 같은 다양한 다른 임상 환경에서 발생합니다. IRI의 병태생리는 복잡하고 활성 산소 종의 생성을 초래하는 저산소 손상을 포함하여 다양한 측면을 포함하고, AKI 및 CRRT 2021 심포지엄의 세포 기고 사이클을 촉발합니다. 제26회 Critical Care Nephrology, A Virtual/ 2021년 2월 28일~3월 5일 미국 캘리포니아주 샌디에이고의 하이브리드 이벤트. 이 심포지엄은 NIDDK가 자금을 지원한 캘리포니아 버밍엄 대학교의 앨라배마 대학교 샌디에이고 오브라이언 급성 센터에서 부분적으로 지원되었습니다.신장 손상연구(P30DK079337). 상피 세포와 면역 세포 사이의 죽음과 염증. 미토콘드리아는 대사 에너지 생산자로서의 기능적 역할 외에도 세포 사멸을 조절할 수 있습니다. IRI는 에너지의 급격한 손실, 미토콘드리아 막 전위의 감소, 이온 지혈의 손실을 포함하는 미토콘드리아 수준에서 일련의 복잡한 사건을 포함하고 ROS 생산 및 세포 사멸에서 절정에 이릅니다. 이러한 관찰은 미토콘드리아가 IRI 동안 주요 병태생리학적 변화를 겪는 중요한 소기관임을 시사합니다. 중요하게도, 미토콘드리아는 허혈성 손상의 시작과 진행에 중요한 역할을 할 뿐만 아니라 회복과 만성 손상으로 진행하는 데 기여하는 과정에도 관여합니다.신장병.다중 미토콘드리아 표적 약리학(SS-31 [1] 또는 MitoQ), 세포성(중간엽 기질 세포[2] 또는 골수 유래 수지상 세포[3]), 최근에는 미토콘드리아 이식[4] 치료 전략이 이루어지고 있습니다. 미토콘드리아 건강을 개선하여 궁극적으로 다음의 전임상 모델에서 기능 장애를 줄이는 것으로 테스트되었습니다.신장아이리. 이러한 약리학적 및 세포적 치료제가신장 건강, 임상 환경에서의 사용으로의 진행은 생체이용률 및 표적 외 부작용으로 인해 제한됩니다. 또한, 이러한 연구에는 특히 직접 전달하는 경우 잠재적인 사용을 추가로 입증할 더 큰 동물 모델(돼지)이 부족합니다.신장필요합니다. 손상을 예방하기 위한 미토콘드리아 이식의 치료적 사용은 심장, 간,신장, 폐. 이 연구의 투여 및 치료 전략은 현재 검토에 요약되어 있습니다.
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신장 IRI에서 미토콘드리아의 관여정상적인 건강한 상태에서 전자 수송 사슬(ETC)을 따른 전자 수송은 ATP 생성을 위한 산화적 인산화와 결합됩니다. 물은 복합체 I을 통해 복합체 IV로 이동할 때 전자를 생성하는 ETC에서 소비되는 산소의 궁극적인 부산물입니다. ETC에서 생성되는 소량의 ROS는 세포의 산화 환원 상태를 유지하는 데 필요하며 다양한 효소의 기능에 중요합니다. 허혈에서는 재관류 시 산소를 사용할 수 있을 때 전자 누출을 초래하고 산소 형성 슈퍼옥사이드 라디칼을 감소시켜 궁극적으로 사용 가능한 ATP의 양을 감소시키는 다양한 복합체에서의 활성 감소가 있습니다. 내신장, 근위 세뇨관(PT)은 미토콘드리아의 밀도가 가장 높고 PT 상피 세포는 정상적인 체액 및 용질 수송을 수행하기 위해 산화적 인산화에 크게 의존합니다. 허혈 중에 미토콘드리아 기능이 감소하는 것 외에도 미세구조 분석은 재관류 15분 이내에 단편화된 미토콘드리아를 밝혀 궁극적으로 미토콘드리아 팽창 및 빽빽하게 채워진 크리스타의 붕괴를 초래합니다[5, 6]. IRI와 관련된 이러한 병태생리학적 변화는 미토콘드리아 형태와 기능이 고도로 조정되어 대사 및 세포 스트레스에 빠르게 반응할 수 있음을 나타냅니다. 의 병인신장IRI는 여러 복잡한 상호 작용을 포함합니다.신장실질 세포 및 침윤성 면역 세포 [7]. 화학적 손상이나 독소에 대한 반응으로 손상된 미토콘드리아에서 ROS가 방출되어 세포 기능의 저하가 촉발될 수 있습니다. 미토콘드리아에 대한 구조적 손상은 재관류 후 몇 분 이내에 발생하여 사이토크롬 c의 방출과 미토콘드리아 DNA의 추가 방출로 이어져 세포자멸사를 추가로 유발할 수 있습니다[8]. 마우스 모델에서신장IRI, PT 미토콘드리아 막 전위는 빠르게 감소하여 가짜 수술 마우스보다 단편화된 미토콘드리아가 더 짧습니다. PT 미토콘드리아에서 이러한 구조적 변화를 관찰하기 위해 우리는 AKI의 다양한 마우스 모델에서 미토콘드리아 형태를 평가하는 도구로 사용할 PT 특이적 미토콘드리아 리포터 마우스를 생성했습니다. 흥미롭게도, 이 마우스는 비장, 간 및 소변을 포함한 다양한 다른 구획에서 부상 후 방출된 미토콘드리아를 평가하는 데에도 사용할 수 있습니다. 따라서, 이것은 손상된 기관에서 미토콘드리아의 표적 방출이 미토콘드리아 손상 관련 분자 패턴으로 작용하는 능력으로 인해 말단 기관 손상에 어떻게 영향을 미칠 수 있는지에 대한 평가를 추가로 허용합니다. PepcKCre 마우스(Vanderbilt University Dr. Volker Haase의 선물)를 Phamfl/fl(Jackson Laboratory에서 구입)로 사육하여 형광 녹색 태그로 표시된 PT 미토콘드리아를 갖는 형질전환 PepcKCrePhamfl/fl 마우스를 생산했습니다. 이 마우스는 24시간의 재관류와 함께 26분의 가짜 또는 양측 허혈에 사용되었습니다. 마취하에 안와후동에서 채혈하고 제조사의 프로토콜(Diazyme Laboratories, Poway, CA, USA)의 효소적 방법을 사용하여 혈장 크레아티닌(mg/dL)과 혈액 요소 질소(BUN)를 측정했습니다. QuantiChrom Urea Assay Kit(DIUR-100)를 사용하여 크레아티닌 측정을 수행했습니다. 가짜 마우스와 비교하여 IRI는 혈장 크레아티닌(그림 1a)과 BUN(그림 1b)에서 상당한 증가를 가져옵니다. 조직학의 경우,신장10% 포르말린에 밤새 고정하고 파라핀에 포매했습니다.신장H&E를 위해 준비했습니다. 세뇨관 손상 점수의 정량화를 위해(급성 세뇨관
괴사), 섹션은 다음과 같이 세포 괴사, 브러시 경계 손실, 캐스트 형성 및 세관 확장을 나타내는 세관의 백분율을 계산하여 평가되었습니다. 0=정상; 1 =<10%; 2="10–25%;" 3="26–50%;" 4="51–75%;" and="" 5="">75퍼센트 . 각 외부 수질에서 5~10개의 필드를 맹검 방식으로 평가하고 점수를 매겼습니다.신장의 IRI 마우스는 sham 마우스(그림 1c)와 sham 및 IRI의 대표적인 H&E에 비해 급성 세뇨관 괴사가 증가했습니다.신장(그림 1d). 또한, 가짜 마우스 미토콘드리아에 나타난 PepcKCrePhamfl/fl 마우스의 미토콘드리아 형태 변화는 PT에서 균일하게 정렬되는 반면, 미토콘드리아 형태는 IRI 후에 중단됩니다(그림 1e). 미토콘드리아 신호(녹색)의 존재는 미토콘드리아의 PT 분절에 국한된 것으로 추가로 확인되었습니다.신장PepcKCrePhamfl/fl 마우스에서 PT 브러시 경계에 대해 CD13으로 라벨링하고 내피에 대해 CD31(PECAM)으로 라벨링합니다(그림 1f).
미토콘드리아 치료 및 IRI미토콘드리아 이식이 IRI 관련 기능 장애를 완화하거나 치료하기 위한 치료 양식으로 사용될 수 있음을 입증하는 IRI의 다양한 전임상 모델에서 현재까지 연구는 거의 없습니다. 다양한 모델에서 분리된 미토콘드리아의 모델, 출처, 용량 및 전달 경로에 대한 포괄적인 검토가 아래에 나열되어 있습니다.마음일련의 연구에서 McCully의 그룹은 심장 IRI가 분리된 미토콘드리아의 이식에 의해 상당히 개선될 수 있음을 입증했습니다. 전반적으로, 심장 IRI 모델(돼지 및 토끼)에서, 그들의 그룹은 주입된 미토콘드리아가 심근세포에 의해 특이적으로 흡수되고 향상된 산소 소비, 고에너지 인산염 합성, 전반적인 감소된 사이토카인 생산, 보존된 심근 에너지 및 세포 생존에 기여한다는 것을 보여줍니다. 및 전반적으로 강화된 경색 후 심장 기능. 2{14}}17의 McCully 그룹은 심근 마비 또는 운동 저하 영역이 있는 소아 환자에서 치료 미토콘드리아의 첫 번째 임상 적용을 보고했습니다. 이 5명의 환자에서 생존 가능한 미토콘드리아는 자가 조직의 6 × 6-mm 건강한 복직근 조각에서 분리되었고 1 × 108 ± 1 × 105의 용량으로 1 × 107 ± 1 × 104 /0.1mL/0.1mL를 주입했습니다. 사이트 [9]. 단일 미토콘드리아 이식을 받은 5명의 환자 중 4명은 여러 부위에서 심실 기능을 개선했으며 이 환자는 성공적으로 체외 기계적 지지에서 벗어났습니다.
원천모든 생체 내 연구에 대해 차등 원심분리 단계 없이 30분이 소요되는 McCully 그룹이 개발한 표준 프로토콜에 의해 미토콘드리아를 근육(대흉근)에서 분리했습니다[10].
모델토끼 심장 IRI(2시간에서 28일의 재관류와 함께 3{12}}분의 허혈). 분리된 미토콘드리아(8개 부위에서 9.7 × 106 ± 1.7 × 106 /mL, 1.2 × 106 /0.1mL)를 재관류 시 주입했습니다[11]. 돼지 심장 IRI(25분의 허혈 및 28일의 재관류). 분리된 미토콘드리아(9.9 × 107 ± 1.4 × 107 /mL, 8개 부위에서 1.3 × 107 /0.1 mL)를 재관류 시 주사하였다[12]. 모든 미토콘드리아는 국소 허혈 부위의 심장에 직접 주입됩니다.
신장~ 안에신장IRI, 최근에 발표된 2개의 연구는 크고 작은 동물 모델에서 분리된 건강한 미토콘드리아의 치료적 사용을 입증했습니다. McCully의 그룹과의 공동 작업에서는 대형 돼지 모델[4]과 쥐[13]를 사용했습니다. 더 큰 동물 모델에서 Doulamis et al. [4], 주입된 미토콘드리아는신장개선된 허혈성 손상으로부터신장 기능, 더 적은 조직학적 손상, PT의 더 낮은 응고 괴사, 및 더 낮은신장IL6의 수준 [4]. 쥐에서 미토콘드리아 처리 동물은 재관류 12시간부터 시작하여 크레아틴과 BUN이 유의하게 낮았고 72시간까지 유의미하게 유지되었습니다. 흥미롭게도, 비히클 및 미토콘드리아 처리된 동물 모두 1주 시점에서 유사한 수준의 크레아티닌 및 BUN을 가졌다. 전반적으로 미토콘드리아를 처리한 쥐는신장Ki67, PCNA, 아쿠아포린 1(AQP1, PT 마커)의 발현 및 낮은 수준의 Kim1, 시스타틴 C 및 TUNEL [13]. 두 연구 모두 분리된 건강한 미토콘드리아를 직접 주사하면 IRI로부터 신장을 상당히 보호하고 손상 상피의 증식 능력을 증가시켜 잠재적으로 복구에 도움이 된다고 결론지었습니다.
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원천돼지, 미토콘드리아는 흉쇄유돌근에서 분리되었다[10]. 쥐, 미토콘드리아는 대흉근에서 분리되었다[10].모델돼지신장IRI(24시간의 재관류와 함께 60분의 허혈). 분리된 자가 미토콘드리아(1 × 109 /6 mL, 단일 ×1 또는 다중 ×3)를 재관류 시 동맥 내 주사하였다[4]. 쥐신장IRI(일방, 오른쪽-신장신장 절제술 및 왼쪽 45분-신장최대 1주일의 재관류를 동반한 빈혈). 분리된 미토콘드리아(7.5 × 106/1 mL, 0.4 mL 주입)를신장재관류 시의 동맥 [13].간Lin et al.의 연구에서 [14], 간 IRI 후 45분 후에 새로 분리된 미토콘드리아로 처리된 쥐가 비히클 처리된 쥐에 비해 유의하게 보호됨이 입증되었습니다. 미토콘드리아로 처리된 쥐는 ALT 수치가 낮고, 울혈 출혈, 간세포 괴사 및 TUNEL 양성 세포가 적으면서 간 손상이 적었습니다.원천표준 차등 원심 분리 방법에 의해 쥐 간에서 분리된 미토콘드리아.모델쥐 간 IRI(45분의 허혈과 4시간의 재관류). 분리된 미토콘드리아(7.7 × 106 ± 1.5 × 106 /mL)를 재관류 시 비장내 주사를 통해 주입하였다.폐Zhu et al.의 이 연구에서. [15], 저자는 쥐의 저산소성 폐고혈압 모델을 사용하여 미토콘드리아 이식의 치료적 사용을 평가했습니다. 미토콘드리아로 치료한 쥐는 만성 저산소증으로 인한 폐혈관 리모델링을 감소시켜 폐고혈압을 예방했습니다. 또한, 현재 연구는 미토콘드리아 이식이 만성 저산소증이 있는 쥐를 치료하는 데에도 사용될 수 있음을 보여주었습니다.원천이식된 폐동맥과 대퇴동맥의 평활근 세포. 미토콘드리아를 분리하는 데 사용된 방법은 나열되지 않았습니다.모델쥐를 4주 동안 하루 8ha 동안 저산소 챔버(10% O2)에 수용했습니다. 연구 시작 후 2주 또는 4주 동안 2주 동안 매일 2.25 × 108(~2μg 단백질) 미토콘드리아를 쥐에게 정맥 주사했습니다.
결론치료 양식으로 미토콘드리아의 잠재적인 사용은 다양한 전임상 모델에서 질병 결과를 개선하는 것으로 입증되었습니다. 미토콘드리아 중심의 약리 및 세포 치료 전략과 달리 외인성 미토콘드리아를 사용한 현재 연구에서는 부작용이 보고되지 않았습니다. 만장일치로, 모든 연구에서 인정한 한계 중 하나는 외인성 미토콘드리아를 신선하게 분리하고, 차갑게 보관하고, 몇 시간 이내에 활용해야 한다는 것이었습니다. 손상된 미토콘드리아를 보완하고 기능적으로 개선하고 잠재적으로 대체하기 위한 치료 방식으로서 분리된 생존 가능한 건강한 미토콘드리아의 사용은 실행 가능한 옵션입니다. 국소 또는 전신 주사를 통해 표지되고 주입된 미토콘드리아는 다양한 세포 유형에 의해 흡수됩니다. 생존 불가능하거나 손상된 미토콘드리아 및 미토콘드리아 산물(DNA, RNA, 단백질, ATP 및 복합체)이 어떠한 보호도 제공하지 않기 때문에 미토콘드리아의 생존 능력은 매우 중요합니다[16]. 주입된 미토콘드리아는 수용 세포의 에너지를 향상시키고[11], 미토콘드리아 생합성을 유도하고(Pgc1a 활성화, Bajwa 미공개 관찰), 증식 능력을 증가시키고[13], 전반적으로 염증성 사이토카인을 감소시킵니다. 흥미롭게도 몇 가지 중요한 질문이 남아 있습니다. 외인성 미토콘드리아는 어떻게 세포에 들어가나요? 시험관 내 설정에서 거대음작용 억제제 또는 거대음작용 유사 메커니즘[17] 또는 미세소관/터널링 나노튜브 또는 간극 접합[18]의 사용은 미토콘드리아 업데이트를 부분적으로 차단합니다. 주입된 미토콘드리아는 얼마나 오래 지속됩니까? 어렵지만 이러한 연구는 미토콘드리아가 자체 DNA를 가지고 있다는 사실을 이용하여 수행할 수 있으므로 이종이식 미토콘드리아 이식을 사용하여 전신 주입된 미토콘드리아의 위치를 평가하는 것은 주입된 미토콘드리아가 어디에서 얼마나 오래 지속되는지를 모두 해결하는 데 활용될 수 있습니다 . 이 연구는 또한 이 기술이 주입된 미토콘드리아 DNA의 검출만 허용하고 주입된 미토콘드리아가 기능하는지 테스트하는 데 사용할 수 없기 때문에 추가적인 제한이 있습니다. 질병 모델에 따라 얼마나 자주 미토콘드리아를 주입해야 합니까? 급성 환경에서 미토콘드리아의 단일 용량이 적절한 것으로 보이지만 현재의 연구에서는 만성 환경에서 미토콘드리아의 사용을 평가하지 않았습니다. 이러한 저용량의 미토콘드리아는 전신 미토콘드리아 주입과 관련된 신호가 발견되었지만 급성 저산소증으로 인한 폐 혈관 수축을 억제하고 저산소증으로 인한 혈관 리모델링을 약화 시켰습니다.신장, 간, 비장. 주사 경로가 중요합니까? 심장을 제외한 대부분의 전임상 허혈성 설치류 모델에서 분리된 외인성 미토콘드리아는 정맥내 경로를 통해 전신적으로 주입됩니다. 그러나 더 큰 동물 모델의 사용은 최근 Doulamis et al. [4] 돼지 동맥내 주사 사용신장AKI의 IRI 모델. 미토콘드리아의 국소 전달은 이러한 중재가 더 낮은 용량의 분리된 미토콘드리아를 필요로 할 수 있기 때문에 잠재적으로 유익할 수도 있습니다. 최근 연구에서 미토콘드리아 이식이 잠재적인 치료 전략으로 활용될 수 있는 방법에 대한 현재 지식이 추가되었지만 다른 많은 질문이 남아 있습니다. 임상 사용에 필요한 최적의 미토콘드리아 용량은 얼마입니까? 미토콘드리아의 출처가 중요합니까? 자가 대 동계 대 동종 대 이종, 전 염증 반응을 유도합니까? 발표된 모든 연구는 격리 1시간 이내에 새로 격리된 미토콘드리아를 사용합니다. 분리 후 미토콘드리아를 보존할 수 있습니까? 기성 치료 전략으로 이식에 사용할 수 있는 미토콘드리아를 갖는 것은 질병을 치료하기 위한 치료 방식으로 사용하는 방식에 혁명을 일으킬 수 있습니다. 마지막으로, 생존 가능한 건강한 미토콘드리아의 이식은 다양한 전임상 모델에서 질병 진행을 예방 및 치료하고 개선하기 위한 새로운 치료 옵션을 제공합니다. 질병 결과를 개선하기 위해 세포 소기관을 사용하는 이러한 치료 옵션은 상당한 임상적 영향을 미칠 수 있습니다.
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