Ascorbic Acid는 전복 Haliotis Discus Hannai Ino의 면역, 항산화 및 세포 사멸을 조절합니다. 1 부

추상적인: 본 연구는 전복(Haliotis discus hannai Ino)의 면역반응, 항산화, 세포사멸에 있어서 ascorbic acid(AA)의 역할을 알아보고자 하였다. 등급이 매겨진 AA 수준(0, 50, 100, 200, 500, 1000 및 5000 mg/kg)을 가진 7개의 반 정제 사료를 전복(초기 무게: 12.01 ± 0.001 g, 초기 껍질 길이: 48.44 ± 0.069 mm) 100일 동안. 생존, 체중 증가율, 패각 길이의 일일 증가는 식이 AA에 의해 영향을 받지 않았습니다. 전복의 아가미, 근육, 소화샘의 AA 함량은 식이 AA에 의해 유의하게 증가하였다. 면역 측면에서, 식이성 AA는 ​​총 혈구 수, 호흡 폭발, 혈림프에서의 식세포 활성 및 무세포 혈림프(CFH)에서의 리소자임 활성을 상당히 개선했습니다. 소화관에서 TLR-MyD88-의존 및 TLR-MyD88-독립 신호 경로는 식이 AA 보충에 의해 억제되었습니다. 소화관에서 -defensin과 arginase-I의 mRNA 수준은 식이 AA에 의해 유의하게 증가했습니다. 아가미에서는 TLR-MyD88- 의존적 신호 전달 경로만이 식이성 AA에 의해 억제되어 전복의 염증을 감소시켰다. 아가미에서 신화 만들기 6의 수준은 식이 AA에 의해 상당히 상향 조절되었습니다. Vibrio parahaemolyticus 감염 후 소화관의 TLR 신호 전달 경로는 전복의 염증을 감소시키는 식이성 AA에 의해 억제되었습니다. 항산화 측면에서 슈퍼옥사이드 디스뮤타제, 글루타티온 퍼옥시다제, 카탈라제 활성, 총 항산화 능력 및 CFH의 감소된 글루타티온 함량은 모두 상당히 상향 조절되었습니다. malondialdehyde 함량은식이 AA에 의해 상당히 하향 조절되었습니다. 전복에서 Keap1-Nrf2 경로를 촉발하여 항산화 능력을 향상시켰습니다. 세포 사멸 측면에서 식이성 AA는 ​​전복에서 JNK-Bcl-2/Bax 신호 캐스케이드를 통해 세포 사멸 방지 능력을 향상시킬 수 있습니다. 결론적으로, 식이성 AA는 ​​전복의 면역, 항산화 및 세포사멸 조절에 관여하였다.

Cistanche의 배당체는 또한 심장 및 간 조직에서 SOD의 활성을 증가시킬 수 있으며 각 조직에서 리포푸신 및 MDA의 함량을 크게 감소시켜 다양한 활성 산소 라디칼(OH-, H₂O₂ 등)을 효과적으로 제거하고 이로 인한 DNA 손상으로부터 보호합니다. OH-라디칼에 의해. Cistanche phenylethanoid glycosides는 자유 라디칼의 강력한 소거 능력, 비타민 C보다 높은 환원 능력, 정자 현탁액에서 SOD의 활동을 개선하고 MDA의 함량을 감소시키며 정자 막 기능에 대한 특정 보호 효과가 있습니다. Cistanche 다당류는 D-갈락토스에 의해 유발된 실험적으로 노화된 쥐의 적혈구 및 폐 조직에서 SOD 및 GSH-Px의 활성을 향상시킬 수 있을 뿐만 아니라 폐 및 혈장의 MDA 및 콜라겐 함량을 감소시키고 엘라스틴 함량을 증가시킬 수 있습니다. DPPH에 대한 우수한 소거 효과, 노화된 쥐의 저산소증 시간 연장, 혈청 내 SOD 활성 개선, 실험적으로 노화된 쥐의 폐의 생리학적 퇴행 지연 피부 노화 질환을 예방하고 치료하는 약물이 될 가능성이 있습니다. 동시에 Cistanche의 echinacoside는 DPPH 자유 라디칼을 제거하는 상당한 능력이 있으며 활성 산소 종을 제거하고 자유 라디칼로 인한 콜라겐 분해를 방지하는 능력이 있으며 티민 자유 라디칼 음이온 손상에 대한 우수한 복구 효과도 있습니다.

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키워드: 전복; 아스코르브 산; 면역성 있는; 항산화; 아폽토시스

1. 소개

비타민 C로도 알려진 아스코르브산(Ascorbic acid, AA)은 여러 인간 효소의 활성을 강화하는 보조인자 역할을 하고 인간의 면역 반응 및 신경계 발달에 기여하는 필수 미량 영양소로 알려져 있습니다[1,2] ]. AA는 유기체에서 보존되는 능력이 제한되어 있기 때문에 AA 결핍을 예방하려면 규칙적이고 적절한 섭취가 필요합니다. AA는 대부분의 포유류에서 평균 성장, 생리적 활동, 번식 및 건강을 위해 외인성 공급원에서 미량으로 필요합니다[3-5]. 면역 기능과 관련하여 AA는 면역 장벽 무결성 및 상처 치유를 유지하는 데 기여합니다[1]. 운동성, 화학 주성, 식균 작용 및 미생물 살상을 개선하는 것과 같은 식세포의 기능을 향상시킬 수 있습니다[6-9]. 이전 연구에서는 포유류의 B 세포, T 세포 및 NK 세포에 대한 AA의 다양한 면역 효과를 보고했습니다[10-12]. 한편, AA는 세포사멸과도 관련이 있습니다. Bax(BCL-2 관련 X 단백질)를 방지하여 심근 세포사멸을 억제하고 Bcl-2(세포사멸 조절제 bcl-2)의 능력을 증가시켜 미토콘드리아에서 세포질로 시토크롬-C 방출을 억제합니다. 그리고 이어서 caspase-3를 감소시켜 세포사멸을 시작합니다[13]. 천연 항산화제인 AA는 전자를 부여하고 다른 화합물의 산화를 방지하여 반응성 산소종(ROS)과 반응성 질소종(RNS)을 감소시킵니다[14-17]. AA는 또한 글루타티온(GSH), -카로틴, 요산염 및 -토코페롤과 같은 다른 항산화 분자가 각각의 자유 라디칼로부터 재생되도록 할 수 있습니다[18,19].

육상 동물과 달리 수생 동물의 면역 반응 및 세포 사멸에 대한 보고는 상대적으로 적습니다. 식이에 적합한 양의 AA는 수생 동물의 성장, 건강 및 스트레스 저항성을 최적화할 수 있습니다[20]. 수생 동물의 AA에 대한 대부분의 연구는 최대 성장을 위한 최소 AA 요구 사항을 추정하고 최소 비용 식단을 공식화하는 데 중점을 둡니다. AA 요구 사항은 종, 크기, 식단 및 양식 조건에 따라 다릅니다. 식이 AA의 권장량은 10~10,000 mg/kg입니다[21]. 최대 성장률(WG)을 지원하기 위한 식이 AA의 최소 요구량은 나일 틸라피아(Oreochromis niloticus)에서 53–186 mg/kg, 태평양 참다랑어(Thunnus orientalis)에서 1200 mg/kg 및 5000–1000 mg/kg이었습니다. 쿠루마 새우(Marsupenaeus japonicas) [22–24]. 그러나 WG 또는 특정 성장률(SGR)은 시베리아 철갑상어(Acipenser baerii), 참돔(Pagrus major) 및 일본 장어(Anguilla japonica)와 같은 일부 어종에서 식이성 AA에 의해 크게 영향을 받지 않았습니다[25-27 ].

식이 AA 보충은 많은 어종에서 식균 작용 및 리소자임 활동과 같은 면역 기능을 향상시키는 것으로 나타났습니다[28-30]. 식이 AA 섭취 후 Nile tilapia, Asian catfish(Clarias batrachus), Pacific white 새우(Litopenaeus vannamei)에서 병원체 노출(예: 박테리아 및 기생충)에 대한 생존율 증가가 보고되었습니다[31-34]. AA 결핍은 풀 잉어(Ctenopharyngodon idella)의 라이소자임(LZM) 활성, 보체 성분 3(C3) 및 C4 함량을 감소시켰습니다[35]. 또한 -defensin 및 hepcidin과 같은 항균 펩타이드와 인터루킨(IL) 4/13A, IL-10 및 TGF(변환 성장 인자) 1/2를 포함한 항염증성 사이토카인의 수준을 감소시킬 수 있습니다. 풀 잉어에서 IL-1 및 핵 인자 κB(NF-κB)를 포함한 전 염증성 사이토카인을 상향 조절하는 동안 [35]. 또한, AA 결핍은 초어에서 세포 사멸을 악화시키기 위해 apoptotic protease activation factor-1, caspase-3 및 caspase-7-9를 상향 조절했습니다[35,36].

전복은 시조복족류 연체동물목에서 가장 중요한 상업 종 중 하나입니다. 복족류(연체 동물)의 생태 및 발달 생물학을 연구하는 데 중요한 모델 동물입니다[37,38]. 양식 전복 종 중에서 태평양 전복(H. discus hannai Ino)은 중국에서 가장 선호되는 양식 종입니다. Mai는 0에서 8000 mg/kg까지의 AA 식이 보충제가 어린 전복의 SGR 또는 생존율(SR)에 큰 영향을 미치지 않았다고 보고했습니다[39]. Wuet al. 식이성 AA가 전복의 소화관에서 항산화 반응과 관련된 유전자 발현에 영향을 주어 스트레스 저항성을 향상시킨다고 보고했다[40]. 또한 질병의 발생은 전복 산업에 막대한 경제적 손실을 초래할 수 있다[41,42]. 연체동물은 적응 면역이 부족하고 선천 면역에 의존합니다[43]. 따라서 본 연구는 전복 H. discus hannai의 면역, 항산화 및 세포사멸 조절에 있어 AA의 역할을 조사하고 전복의 건강한 식이조절을 위한 과학적 지침을 제공하는 것을 목적으로 한다.

2. 재료 및 방법

2.1. 윤리적 진술

본 연구에서 수행된 모든 동물 관리 및 취급 절차는 중국 해양 대학교 동물 관리 위원회의 승인을 받았습니다(승인 번호 SPXY2020012).

2.2. 실험적 다이어트

기본 식단(AA{{{10}}}})은 약 30%의 식이 단백질과 3.5%의 식이 지질을 함유하도록 정제된 성분으로 공식화되었습니다(표 1). 단백질원으로는 카제인(비타민 무함유)과 젤라틴을 사용하였고, 지질원으로는 대두유와 청어유(1:1)를 사용하여 H. discus hannai의 최적 성장을 유지하기에 충분할 수 있었습니다 [44–46 ]. 단계별 AA(0, 50, 100, 200, 500, 1000 및 5000 mg/kg)를 기본 식단에 추가하여 7가지 실험 식단을 구성했습니다. AA는 L-ascorbyl-2-monophosphate 형태로 식단에 추가되었습니다. 이 다이어트는 각각 AA0, AA50, AA100, AA200, AA500, AA1000 및 AA5000으로 지정되었습니다. 식이 중 분석된 AA 함량은 각각 0.00, 47.31, 78.25, 189.05, 451.73, 919.99 및 4821.17 mg/kg이었다. 고성능 액체 크로마토그래피 방법을 사용하여 식이 AA 함량을 분석했습니다[40]. 식이 조단백질, 조지방, 회분은 분석화학자협회의 표준 방법에 따라 측정하였다[47].

2.3. 침출 테스트

식이성 AA의 침출은 보존 효율(RE)로 제시되었습니다. 3회 반복 실험식은 23.0 ± 0.5 ◦C의 해수에 담갔다. 침지된 사료는 정해진 시간(각각 1, 3, 6, 12시간)에 꺼내어 동결건조하여 AA 함량을 분석하였다.

RE ( 퍼센트 )=(담금 후 식단에 함유된 AA)/(담금 전 식단에 포함된 AA) × 100.

2.4. 시험 먹이기

어린 전복은 Fuzhou(Fujian, China)에 있는 어업 회사에서 구입하여 탱크가 있는 재순환 수계에서 기본 식단과 함께 2주 동안 실험실 조건에 적응시켰습니다(10{{1{{21 }}}} × 50 × 40 cm). 그 후 비슷한 크기의 전복(초기 중량: 12.01 ± 0.001 g, 초기 패각 길이: 48.44 ± 0.069 mm)을 21개 수조(수조당 45개)에 무작위로 할당하였다. 3개의 탱크마다 하나의 처리로 간주하였다. 모든 탱크는 검은색 플라스틱 커튼으로 희미한 빛을 유지했습니다. 전복은 17:00에 매일 한 번 손으로 먹였습니다. 대변과 먹지 않은 음식은 매일 아침 8시에 제거되었습니다. 100-일 사료 공급 시도 동안 수온은 23.0 ± 0.5 ºC, 염도는 30–33‰, pH는 7.4–7.9, 용존 산소량은 7.0 mg/L 이상이었습니다.

2.5. 비브리오 파라헤몰리티쿠스 챌린지 테스트

급이 시험 후 병원성 V. parahaemolyticus에 대한 공격 시험을 위해 각 수조에서 15마리의 전복을 사용하였다. 전복에 100 µL의 V. parahaemolyticus(1.2 × 106 cfu/mL)를 생체 내 근육 주사로 감염시켰습니다. 소화관은 각각 0, 6, 12, 24, 48, 72시간에 채취하여 qPCR 분석을 위해 -80℃에 보관하였다.

2.6. 샘플 수집

먹이주기 시험이 끝나면 전복을 3일 동안 절식시킨 후 계수하고 무게를 쟀다. 모든 전복은 샘플링 전에 5% 에틸 알코올로 마취시켰다. 총 혈구 수(THC), 호흡 파열(RB) 및 식세포 활동(PA)을 분석하기 위해 각 수조의 전복 4마리에서 혈림프를 채취했습니다. 무세포 혈림프(CFH)의 효소 활성을 분석하기 위해 각 수조의 또 다른 10마리의 전복에서 혈림프를 채취하고 10분 동안 원심분리(3000 x g, 4 ºC)했습니다. CFH는 사용할 때까지 -80ºC에서 보관되었습니다. 소화관, 아가미, 근육 및 맨틀은 수조당 혈림프 채취 전복 10마리에서 채취하여 사용할 때까지 -80 ºC에서 보관하였다.

2.7. 아스코르빈산 함량

CFH, 근육, 맨틀, 아가미 및 소화관의 AA 함량은 ferric-reducing ascorbate 분석 키트 (BioVision, Milpitas, CA, USA)를 사용하여 검출되었습니다. CFH는 제조업체의 지침에 따라 AA 함량을 측정하는 데 직접 사용할 수 있습니다. 근육, 맨틀, 아가미 및 소화관의 0.1g 샘플을 미리 냉각된 증류수 1mL에서 균질화했습니다. AA 함량은 593 nm에서 흡광도로 측정하였다.

2.8. 혈림프의 면역 매개변수

동량의 미리 냉각된 항응고제(100mmol/L EDTA Na2, 450mmol/L NaCl, 10mmol/L KCl, 10mmol/L HEPES, pH 7.3, 850mOs mol/kg)를 사용하여 혈림프를 완전히 혼합하여 hemolymph를 희석.

THC는 현미경 하에서 혈구계수기(CX31, OLYMPUS, Tokyo, Japan)를 사용하여 계산되었습니다.

RB 활동으로 나타낼 수 있는 hemocytes의 nitroblue tetrazolium (NBT) 감소는 Anderson 등의 방법에 따라 약간 수정하여 측정하였다[48]. 간단히 말해, 항응고제를 사용하여 혈림프를 5 × 106 세포/mL로 조정하고 4 ºC에서 10분 동안 3000 × g에서 원심분리했습니다. 세포 침전물을 DMSO(dimethyl sulfoxide, Solarbio, Beijing, China)에 녹인 100 µL의 1 µg/mL PMA(phorbol myristate acetate, Sigma-Aldrich, Saint Louis, MO, USA)로 염색하고 37℃에서 100분간 배양하였다. 30 분. 배양 후 Hank's Balanced Salt Solution(Solarbio, Beijing, China)에 용해된 0.3% NBT 100 μL를 세포에 첨가하고 37 °C에서 30분 동안 배양한 후 원심분리(560×g, 4 °C에서 10분) . 상등액을 부드럽게 제거하고 200 μL 메탄올을 사용하여 10분 동안 반응을 종결시켰다. 그 후, 셀을 70%(v/v) 메탄올로 3회 세척한 후 공기 건조시켰다. 포르마잔 블루 크리스탈은 120µL의 2M KOH와 140µL의 DMSO를 사용하여 용해되었습니다. 광학 밀도(OD)는 KOH/DMSO 블랭크에 대해 630nm에서 분광 광도계로 읽었습니다.

혈림프의 PA는 Xue 등의 이전에 설명한 방법에 따라 결정되었습니다. [49]. 간단히 말해, 희석된 체액 50 μL를 유리 슬라이드에 놓고 접착을 촉진하기 위해 25 ºC에서 20분 동안 배양했습니다. 그런 다음 50 μL의 효모(Saccharomyces cerevisiae)를 1 × 106개 세포/mL로 배양하기 전에 hemocyte monolayer에 첨가했습니다(25 ºC에서 30분). 슬라이드를 멸균된 인산염 완충 식염수(PBS)로 2회 부드럽게 세척하고 메탄올로 5분 동안 고정시켰다. 그 후 슬라이드를 Giemsa 용액으로 20분간 염색하였다. 오일 침지 렌즈 아래에서 세포를 세었다. 식세포 속도는 식세포 활성을 나타냅니다.

2.9. CFH의 생화학적 파라미터

CFH에서 SOD, catalase(CAT) 및 glutathione peroxidase(GPX)와 같은 항산화 효소 활성, 총 항산화능(T-AOC), malondialdehyde(MDA) 및 GSH의 함량은 상용 검정 키트(Nanjing Jiancheng Bioengineering Institute, 카탈로그: T-AOC, A015-2-1; SOD, A001-3-2; CAT, A007- 1-1; GSH, A006-2-1; GPX , A005-1-2; MDA, A003-1-2). T-AOC는 ABTS가 산화될 때 녹색 ABTS(2, 20 -azino-bis(3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid)) 라디칼의 생성을 기반으로 합니다. SOD, GSH 및 GPX는 자외선 분광광도계(Ultrospec 2100 pro, Biochrom, Holliston, MA, USA)를 사용하여 각각 450 nm, 405 nm 및 421 nm에서 흡광도로 측정하였다. CAT 및 MDA는 ammonium molybdate 및 TBA(thiobarbituric acid) 방법을 사용하여 결정되었습니다[50,51].

CFH에서 LZM 활성 및 C3 및 C4의 함량은 상업용 분석 키트(Nanjing Jiancheng Bioengineering Institute, Nanjing, China. Catalog: LZM, A050-1-1; C3, E032-1-1; C4)를 사용하여 측정되었습니다. , E033-1-1). LZM은 530 nm에서 투과율로 측정하였다. C3 및 C4는 340nm에서 결정되었다.

2.10. 총 RNA 추출 및 정량적 실시간 PCR

소화관 및 아가미로부터의 전체 RNA는 제조사의 지시에 따라 조직 전체 RNA 분리 키트(Vazyme, Nanjing, China) 및 TRIzol 시약(Invitrogen, Carlsbad, CA, USA)을 사용하여 추출하였다. 추출된 전체 RNA의 농도와 순도는 Nanodrop 2000(Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA)을 사용하여 결정되었습니다. 상보적 DNA(cDNA)는 역전사 키트(일본 다카라 소재의 gDNA 지우개가 있는 PrimeScript® RT 시약 키트)를 사용하여 합성했습니다.

모든 프라이머는 Primer Premier 6.0(보충 표 S1)을 사용하여 설계되었으며 Sangon Biotech(중국 상하이)에서 합성되었습니다. 증폭 반응은 0.5 μL의 정방향 및 역방향 프라이머, 12.5 μL의 2 × SYBR Green Realtime Master Mix(Vazyme), 1 μL의 cDNA 및 10.5 μL를 포함하는 25 μL의 총 부피에서 수행되었습니다. 멸균된 ddH2O. 다음과 같은 열순환 조건을 사용하여 각 유전자의 발현 프로파일을 결정했습니다. 95ºC에서 30초; 95°C에서 10초, 60°C에서 30초의 40주기; 이후 95ºC에서 15초, 60ºC에서 1분, 95ºC에서 1초간 배양하여 형광을 검출합니다. 표적 유전자의 발현 수준은 geNorm 및 NormFinder[52,53]를 사용하여 검증된 두 개의 가장 안정적인 참조 유전자(-actin 및 gapdh)의 조합의 수준으로 정규화되었습니다. 상대 유전자 발현은 2−∆∆CT 방법을 사용하여 계산했습니다[54].

2.11. 웨스턴 블롯

소화관과 아가미의 총 단백질은 protease와 phosphatase inhibitor cocktails(Roche, Basel, Switzerland)와 함께 RIPA(Solarbio) 방법[55]을 사용하여 추출되었습니다. 매뉴얼에 따라 핵 및 세포질 단백질 추출 키트(Beyotime, Shanghai, China)를 사용하여 소화관 및 아가미의 핵 단백질을 추출하였다. 단백질 농도는 BCA Protein Quantification Kit(Vazyme, Nanjing, China)를 사용하여 측정하였고 모든 단백질 샘플은 RIPA 시약을 사용하여 1.5µg/µL의 등가 농도로 희석했습니다. 소화관과 아가미의 단백질 샘플을 SDS-PAGE를 사용하여 분리한 후 0.45 µm PVDF 멤브레인으로 옮겼습니다. PVDF는 실온에서 1시간 동안 TBST에 대비하여 5% 무지방 분유(Beyotime, Shanghai, China)를 사용하여 차단되었습니다. 막은 일차 항체를 사용하여 밤새 4oC, 60rpm으로 배양하기 전에 TBST로 세 번 세척되었습니다. 그 후, 배양된 막을 TBST로 3회 세척하고 염소 항-토끼 양고추냉이 퍼옥시다아제가 결합된 2차 항체(Beyotime, Shanghai, China)를 사용하여 실온에서 1시간 동안 배양하였다. PVDF 멤브레인은 ECL 화학발광 키트(Vazyme, Nanjing, China)를 사용하여 시각화되었습니다. GAPDH(1:500, AB-P-R001, Goodhere Biotechnology, Hangzhou, China) 및 Lamin B(1:500, WL01775, Wanleibio, Shenyang, China)를 참조 단백질로 사용했습니다. 1차 표적 항체는 골수 분화 1차 반응 88(MyD88, 1:500, WL02494, Wanleibio, Shenyang, China), c-Jun N-terminal kinase(JNK, 1:500, WL01295, Wanleibio, Shenyang, China), 성숙한 -IL-1(1:500, WL00891, Wanleibio, Shenyang, China), NF-κB p65(1:500, WL01980, Wanleibio, Shenyang, China), 켈치 유사 ECH 연관 단백질 1(Keap1, 1 :1000, WL03285, Wanleibio, Shenyang, China) 및 cleaved-caspase3(1:500, WL02117, Wanleibio, Shenyang, China). Western blot의 정량화는 ImageJ (Version 1.53, Wayne Rasband and contributors, National Institute of Health, Bethesda, MD, USA)를 사용하여 계산되었습니다.

2.12. 계산 및 통계 분석

SPSS 24 소프트웨어(IBM, Armonk, NY, USA)를 통계 분석에 사용했습니다. 단방향 ANOVA는 0.05의 유의 수준에서 이들 그룹 간의 통계적 차이를 탐지하기 위해 Tukey의 다중 범위 테스트와 함께 적용되었습니다. 모든 데이터는 평균 ± SE(표준 오차)로 표현되었습니다.

SR, WGR(무게 증가율) 및 DISL(껍질 길이의 일일 증분)은 다음과 같이 계산되었습니다.

SR (퍼센트)=(생존 전복의 수/초기 전복의 수) × 100;

WGR (퍼센트)=[(최종 무게(g) - 초기 무게(g))/최초 무게(g)] × 100;

DISL (µm/일)=[최종 껍질 길이(mm) − 초기 껍질 길이(mm)]/일 × 1000.

3. 결과

3.1. 식단에서 아스코르브산의 보유 효율

해수에 잠긴 다른 간격의식이 AA의 RE는 보충 그림 S1에 나와 있습니다. 일반적으로 식이 중 AA의 RE는 해수에 잠기는 시간이 길수록 감소하였다. 섭식 실험 동안 사료는 약 12시간 동안 바닷물에 머물렀다. 따라서 침출 시험은 동일한 급이 조건에서 해수에서 12시간 동안 지속되었다. 3시간 침수 후, 식단에서 AA의 RE는 95.25%에서 97.43% 범위였습니다. AA의 RE는 6시간 침수에서 95% 이상으로 유지되었습니다. 12시간 침지 후 AA50, AA100, AA200, AA500, AA1000 및 AA5000에서 AA의 RE는 각각 89.78%, 90.88%, 89.38%, 91.03%, 87.44% 및 86.78%였습니다.

3.2. 조직의 성장 성능 및 아스코르빈산 분포

The SR and growth performance of abalone-fed gradient levels of AA supplementation are shown in Table 2. The SR (%), WGR (%), and DISL (µm/day) were not significantly affected by dietary AA levels (p>0.05). SR은 80.74%에서 88.15% 사이에서 변화했고, WGR과 DISL은 각각 29.32%에서 31.52%와 17.92에서 20.01 µm/day 범위였다.

The AA distribution in tissues, including CFH, muscle, mantle, gill, and digestive gland, is shown in Figure 1. No significant differences in AA content in CFH and mantle of abalone after dietary AA were observed (p>0.05). CFH 및 맨틀의 AA 함량은 각각 2.89~4.52μg/mL 및 81.63~103.08μg/g 범위였습니다. 근육, 아가미 및 소화관의 AA 함량이 유의하게 증가했습니다(p<0.05) and reached their peak at the AA5000 group. The AA content in the muscle, gill, and digestive gland was 64.88–128.20 µg/g, 308.98–382.19 µg/g, and 130.08–206.09 µg/g, respectively.

3.3. 혈림프 면역 매개변수

혈림프의 THC, RB 및 PA는 표 3에 나와 있습니다. THC는 식이 AA의 증가에 따라 1.07 × 107–1.65 × 107 세포/mL 범위에서 크게 증가했으며 AA1000 그룹에서 최고점에 도달했습니다.

전복 혈구의 RB는 AA10{{10}}{{20}} 그룹(0 .35 OD630/107 세포·mL-1 ). 식이 AA 보충이 189.05 mg/kg에서 919.99 mg/kg으로 증가함에 따라 RB는 0.20 OD630/107 cells·mL-1에서 0.35 OD630/107 cells·mL-1로 유의하게 증가했습니다(p < 0.05). 식이성 AA는 ​​전복 혈구의 PA에 영향을 줄 수 있습니다(p < 0.05). AA1000 및 AA5000 그룹의 전복 PA는 AA0, AA50 및 AA100 그룹보다 훨씬 높았으며 AA5000 그룹에서 최대(48.92%)를 달성했습니다.

LZM, C3 및 C4 함량을 포함하는 전복 CFH의 면역 관련 매개변수는 표 4에 제시되어 있습니다. LZM 활동은 상당히 증가했습니다(p < 0.{{10} }5) 활성도가 56.25 U/mL로 AA1000군에서 가장 높은 수치를 보였다. 데이터는 모든 처리 중에서 C3 함량에 대한 유의한 효과를 나타내지 않았습니다(p > 0.05). 그러나 C3 함량은 식이 AA 보충으로 계속 증가했습니다. C4 함량은 식이 AA에 의해 크게 영향을 받지 않았습니다(p > 0.05).

3.4. CFH의 항산화 매개변수

SOD, CAT, GPX를 함유한 전복의 CFH에서 항산화 효소 활성과 MDA와 GSH의 T-AOC 용량 및 함량을 표 5에 나타내었다. 식이 AA는 SOD, CAT, 및 GPX, T-AOC 및 GSH 및 MDA의 내용. SOD, CAT, GPX의 활동과 T-AOC 및 GSH 함량은 상당히 상향 조정되었으며(p < 0.05), MDA 함량은 전복에서 상당히 하향 조정되었습니다(p < 0.05). ). AA1000 그룹과 AA5000 그룹 사이에 전복의 CFH에서 이러한 항산화 매개변수의 유의한 차이는 관찰되지 않았다.

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