선택된 플라보노이드 파트 2의 CYP3A4 효소 억제 가능성 특성화
Apr 24, 2022
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이전 실험에서와 같이 chrysin이 억제제로 사용될 때 효소 활성의 가장 높은 감소가 관찰되었습니다. chrysin으로 배양 및 투석한 후 효소의 잔류 활성은 0.57%였으며, 배양 및 hexacyanoferrate로 사전 처리하여 투석한 후에는 1.31%였습니다(그림 4).
직접(가역적) 억제의 경우 이러한 유형의 실험은 투석 후 효소 활성 회복을 보일 것입니다. 유사 비가역적 억제의 경우, 효소 활성은 산화제 처리 및 투석 후에 회복될 것입니다. 분석된 어느 것에도 해당되지 않았기 때문에플라보노이드, 모든 플라보노이드가 사이토크롬 P{0}}A4를 비가역적으로 억제한다는 결론을 내릴 수 있습니다.
3. 토론
일부 플라보노이드는 사이토크롬 P45{12}} 효소의 활성을 억제할 수 있는 것으로 나타났습니다. Saric-Mustapic et al. [28] 및 Kondza et al. [29]는 acacetin, apigenin, chrysin 및 pinocembrin이 테스토스테론을 마커 기질로 사용한 분석에서 CYP3A4 효소를 억제한다는 것을 보여주었습니다. CYP3A4 효소는 기질을 다르게 수용할 수 있는 큰 활성 부위를 가지고 있으므로 니페디핀 및 미다졸람과 같은 다른 마커 기질로 활성 분석을 수행하는 것이 좋습니다[3{16}}]. 결과적으로, 우리는 CYP3A4 활성의 마커 반응으로 니페디핀 산화를 사용하고 불활성화 운동 매개변수를 결정했습니다. 니페디핀을 마커 기질로 사용하여 얻은 억제 효능 값은 아피게닌, 아카세틴 및 피노셈브린에 대한 테스토스테론 분석과 비교할 때 동일한 크기입니다. 크리신만이 니페디핀 분석과 비교할 때 테스토스테론[29]에서 4배 더 높은 값을 나타냈습니다. 불활성화 역학에서 관찰된 유사성은 니페디핀과테스토스테론겹치는 서로 다른 결합 부위를 가지고 있습니다[31]. 시토크롬 P{1}}A4는 가장 큰 활성 부위 중 하나를 가지고 있으며 기질과 억제제를 동시에 수용할 수 있으며, 하나는 다른 하나의 결합에 영향을 미치므로 니페디핀과 테스토스테론 분석에서 관찰된 차이점을 설명할 수 있습니다.
가역적 억제제(즉, 식품-약물 상호작용)의 임상적 의미는 억제제를 치료에서 중단하면 피할 수 있습니다. 더 중요한 상호작용은 되돌릴 수 없는 상호작용이지만, 억제제 사용을 단순히 중단한다고 해서 상호작용 문제가 해결되지는 않습니다. 이 연구에서 chrysin은 가장 낮은 IC5n과 K로 가장 높은 억제 가능성을 보였습니다. 가치. 시토크롬 P4503A4에 결합하는 플라보노이드의 분자 도킹 연구는 효소의 활성 중심에 있는 철에 B 고리를 노출시킴으로써 크라이신의 더 높은 결합 친화도를 보여주었다[28]. 구조-억제 관계 연구에 따르면 A 고리의 수산기는 아마도 이온-이온 상호작용으로 인한 억제 효과에 기여하는 반면 B 고리는 억제 효과를 관찰할 수 있습니다(그림 1)[28]. 치환되지 않은 플라보노이드(피노셈브린, 크리신)는 CYP3A4를 비활성화하는 반응성 중간체의 생성 및 에폭시화에 더 민감합니다. chrysin에서 관찰되는 더 강한 억제 효과는 아마도 구조의 강성과 pinocembrin과 비교할 때 C{13}}C3 이중 결합의 존재 때문일 것입니다.
Cistanche는 면역력을 향상시킬 수 있습니다
이러한 설명된 효소 동역학의 중요성은 크라이신(20-100 uM)의 투여가 쥐에서 니트로푸란토인의 AUC 및 최고 혈청 농도(Cmax)를 유의하게 증가시키는 식품-약물 상호작용의 맥락에서 관찰될 수 있습니다[32] . 예를 들어, CYP3A4/5 효소의 상대적으로 약한 메커니즘 기반 억제제,에리트로마이신[33], 건강한 지원자에서 세리바스타틴과 중간 정도의 상호작용을 일으키는 것으로 보고되었습니다(세리바스타틴의 AUC가 21% 증가)[34]. Chrysin은 또한 다른 약물과의 상당한 상호 작용으로 인해 중단된 항고혈압제인 mibefradil보다 억제 가능성이 더 큽니다. 이 연구의 결과는 크리신이 강력한 억제제가 될 수 있으며 다른 사용 약물과 상호 작용하여 이러한 약물의 AUC 및 Cmax를 변화시킬 수 있음을 시사합니다. Chrysin은 프로폴리스(28g/L)에 풍부하며 꿀 5.3mg/kg에 들어 있는 세 번째 주요 플라보노이드입니다[35]. 따라서 이러한 식품이 풍부한 식단은 CYP3A4 기질인 의약품과 상호작용할 가능성이 있습니다.
CYP3A4 효소의 입증된 비가역적 억제제인 Pinocembrin은 0.04 ± 0.01 min-의 가장 낮은 운동값을 보였습니다. 불활성화 효능은 acacetin 및 apigenin과 유사했습니다(0.01분{9}}uM-). 피노셈브린은 주로 꿀과 음료(차 및 적포도주)와 같은 식품에서 발견되며 이 플라보노이드의 풍부한 공급원을 제공합니다[29]. 이러한 운동 매개변수에 따라 CYP3A4 기질로 작용하는 약물과 함께 이러한 피노셈브린 공급원을 섭취할 때는 주의를 기울여야 합니다.
Acacetin은 chrysin보다 3배 더 높은 IC50 값과 5배 더 높은 K 값을 나타냈습니다. 값은 다른 플라보노이드와 유사한 영향 값을 유지하면서 낮은 억제 효능을 나타냅니다. 아카세틴은 주로 Turnera diffusa, Robinia pseudoacacia 및 Betula pendula와 같은 식물 종에서 발견될 수 있지만 특정 식품에도 이 플라보노이드의 공급원이 있습니다. 예를 들어, 금귤 주스는 풍부한 아카세틴 공급원이며, 아카세틴은 신선한 주스 100g당 0.1mg의 농도로 발견될 수 있습니다[37]. acacetin의 모화합물인 apigenin이 가장 높은 IC50값과 가장 높은 K값을 보였다. 4개의 테스트된 플라보노이드 중 값. apigenin과 paclitaxel의 병용 치료가 paclitaxel의 경구 생체 이용률을 증가시켰을 때 apigenin의 억제 가능성이 생체 내에서 확인되었으며, 이는 주로 P-당단백질의 억제를 통한 위장관에서의 흡수 증진 및 초회 통과 감소에 기인합니다. 소장 및/또는 간에서 아피제닌에 의한 CYP3A 서브패밀리의 억제를 통한 파클리탁셀의 대사 [38]. 아피게닌은 셀러리, 파슬리, 카모마일에 있는 우세한 플라보노이드입니다. 말린 파슬리는 최대 아피게닌 함량이 45035ug/g인 것으로 보고되었습니다. 아피게닌의 추가 공급원은 3000-5000ug/g을 함유하는 카모마일의 말린 꽃과 786.5ug/g을 함유하는 셀러리 씨앗과 같은 허브에서 발견됩니다[39].
사이토크롬 P{0}}A4의 가역적 억제는 사이토크롬 P450 촉매 주기의 첫 번째 단계와 관련이 있습니다(그림 5). 대부분 활성 부위(철철)에 대한 결합에서 기질과 억제제 사이의 경쟁이 관찰됩니다. 이 경우 결합 실험을 수행하는 것이 좋습니다(효소 적정) 그리고 CYP3A4는 하나 이상의 기질/억제제 분자를 수용할 수 있는 큰 활성 부위를 가지고 있기 때문에 하나 이상의 기질로 테스트합니다[26,30]. 이 연구에서 우리는 니페디핀을 기질로 사용했으며 억제 효율의 결과는 마커 기질로 테스토스테론을 사용하여 수행된 이전에 보고된 분석과 비슷한 크기였습니다(표 1).
그림 5. Cytochrome P450 촉매 주기는 9단계로 구성됩니다. 첫 번째 단계는 기질의 결합과 가역적 억제제와의 상호작용 지점을 나타냅니다. 두 번째 단계에서 헴철은 유사 비가역적 억제제가 결합하는 철 형태로 환원됩니다. 비가역적 억제가 관찰되는 경우, 이는 일반적으로 기질(단계 7에서 형성됨) 및/또는 생성물(단계 8에서 형성됨)의 라디칼 형태와 관련이 있습니다.당신의 바지에 cistanche무익한 사이토크롬 P450 주기(3a 및 5a 단계)에서 형성된 활성 산소 종은 효소 파괴를 유발할 수 있으며, 이는 SOD 및 CAT의 추가로 방지할 수 있습니다. 억제와 무관한 단계에 대한 설명은 생략한다. 참고 문헌 [26]에 따라 준비했습니다.
그러나 우리가 이전에 [28,29] 보여주고 수행된 실험에서 확인했듯이 연구된 모든 플라보노이드는 비가역적 억제를 나타냅니다. 비가역적 억제 유형(헴 또는 아포단백질에 대한 중간체의 비가역적 또는 공유 결합)의 유형에 관계없이, 마커 기질을 추가하기 전에 사전 배양이 수행되면 억제가 가장 두드러질 것입니다[26]. 예비 배양에서는 조효소(NADPH) 생산을 위한 생성 시스템의 추가에 의해 촉매 주기가 활성화되고 효소 비활성화를 관찰할 수 있는 충분한 시간이 허용됩니다. 따라서 모든 비가역적 유형의 억제는 효소를 철 형태로 환원해야 합니다(그림 5).
사이토크롬 P450는 헤모단백질이기 때문에 활성 부위의 철 형태에 플라보노이드의 결합과 헴에 대한 반응성 중간체의 결합을 연구했습니다[26]. 가능한 헴 부가물 형성을 평가하기 위해 헤모크로모피리딘 분석을 수행했습니다. 테스트한 모든 플라보노이드는 두 분석 모두에서 헴 농도를 50% 이상 크게 감소시켰습니다. Chrysin은 이 연구에서 관찰된 억제 동역학 값과 일치하는 가장 강력한 억제제였습니다. 헴 농도는 pinocembrin이 5배 높았고, apigenin은 chrysin보다 10배 가까이 높았다(각각 25.3±0.4%, 45.1±1.7%). 헴 농도의 이러한 감소는 연구된 플라보노이드에 의한 CYP3A4의 비가역적 억제가 헴에 대한 반응성 중간체의 공유 결합에 기인할 수 있음을 나타냅니다. 헴은 활성 산소 종에 의해 파괴되어 헤모크로모피리딘 분석 결과를 낮출 수 있다는 점에 유의해야 합니다. 이러한 가능성을 없애기 위해 SOD와 CAT(lable2)의 존재하에 배양을 수행하여 앞서 언급한 결론을 확인했습니다.
시토크롬 P450 효소의 촉매 주기의 첫 번째 단계는 기질을 철 이온에 결합시키는 것입니다. 억제제가 기질에 대한 경쟁적 억제를 보이면 억제제를 제거하면 효소 활성이 완전히 회복되기 때문에 투석을 통해 효소 활성을 회복할 수 있습니다[26]. 그러나 억제제가 제1철에 결합하면 효소 활성을 회복하기 위해 투석에 앞서 PCF와 같은 산화제의 사용이 필요합니다. 효소 활성이 회복되면 억제는 의사 비가역적(pseudo-irreversible)으로 특징지어진다[26]. PCF 유무에 관계없이 투석 후에 효소 활성을 회복할 수 없기 때문에 테스트된 플라보노이드(25 uM 농도에서)는 CYP3A4 효소의 가역적 또는 유사 비가역적 억제제로 작용하지 않습니다. 이것은 또한 헴 또는 아포단백질에 대한 공유 결합에 의한 비가역적 억제가 효소 불활성화의 가능한 원인임을 확인시켜줍니다.
chrysin은 인큐베이션에서 heme의 거의 완전한 감소를 일으켰다는 점에 유의해야 합니다. 유사한 조건에서 잔류 효소 활성의 결과는 약 99%까지 효소 활성의 감소를 보여주었습니다(그림 4). 헤모크로모피리딘 분석은 배양의 모든 소스, 즉 시토크롬 P450 및 시토크롬 bs에서 헴을 등록합니다. chrysin에 대한 결과는 시토크롬 P450에 의해 생성된 반응성 중간체가 시토크롬 B5뿐만 아니라 시토크롬 P450의 헴과 반응했음을 나타냅니다.
추가 LC-MS 분석을 수행하여 헴 부가물 형태 또는 라디칼 스캐빈저로 글루타티온을 사용하여 포획된 가능한 반응성 플라보노이드 중간체를 결정했습니다(데이터는 표시되지 않음). 그러나 반응성 플라보노이드 중간체 및/또는 헴/글루타티온 부가물의 불안정성으로 인해 예측된 부가물을 분리할 수 없었습니다. 약물/약물 상호작용으로 인해 시장에서 철수한 항고혈압제인 미베프라딜에서도 유사한 행동이 관찰되었습니다. mibefradil이 heme의 감소를 일으키긴 했지만 반응성 중간체는 확립되지 않았다[40].
4. 재료 및 방법
4.1.재료
이 연구에서는 4가지 플라보노이드(아세틴, 아피게닌, 크리신 및 피노셈브린)를 사용했습니다(Sigma-Aldrich, St.Louis, MO, USA). 상염색체에서 니코틴아미드-아데닌-디뉴클레오티드 포스페이트(NADPH) 환원효소 및 시토크롬 bs와 공동 발현되는 재조합 시토크롬 P{1}}A4는 Thermo Fisher Scientific(Waltham, MA, USA)에서 구입했습니다.
cytochrome P450 일산화탄소 분석[41]에 따르면 제조사에서 선언한 CYP3A4 효소의 함량은 1 uM인 것으로 확인되었습니다.Glucose-6-phosphate(G6P)glucose-6-phosphate dehydrogenase(G6PDH) 및 -닌코틴아미드-디뉴클레오티드 인산 이나트륨 염(NADP plus)은 Sigma-Aldrich에서 구입했습니다. 인산칼륨(pa)과 디클로로메탄(pa)은 Kemika dd(크로아티아 자그레브)에서, 포름산(85%, pa)은 Semikem doo(사라예보, 보스니아 헤르체고비나)에서, 메탄올은 시약 용해 및 크로마토그래피에 사용됩니다. Merck KGaA(독일 다름슈타트). 인큐베이션 혼합물 및 크로마토그래피에 초순수를 사용했습니다. 인산이수소칼륨(Kemika dd)을 사용하여 인산칼륨 완충액 pH 7.85를 제조했습니다. pH는 Semikem doo Nifedipine(Sigma-Aldrich)에서 구입한 수산화나트륨을 사용하여 조정되었으며 산화된 nifedipine(European Directorate for Quality of Medicines, Pharmacopoeia, 10th edition, Strasbourg, France)은 잔류 효소 활성 연구에 사용되었으며 비활성화 역학. 테스토스테론(Sigma-Aldrich) 및 6 -하이드록시테스토스테론(Cayman Europe, Tallinn, Estonia)을 유사 비가역적 억제 분석에 사용했습니다. Troleandomycin과 diltiazem은 Agency for Medicinal Products and Medical Devices(크로아티아 자그레브)에서 구입했습니다. Pyridine(pa)(Semikem doo), bovine hemin(Sigma-Aldrich) 및 dimethylsulfoxide(Semikem doo)를 hemochromopyridine 분석에 사용하였다. Potassium hexacyanoferrate(Siegfried AG, Zofingen, Switzerland)는 가역 및 유사 가역 억제 연구에 사용되었습니다. SOD(Superoxide dismutase)(Sigma-Aldrich), 카탈라제(CAT)(Sigma-Aldrich) 및 염산(36%, pa)(Semikem doo)을 결합 특이성 분석에 사용했습니다. 효소 인큐베이션은 수조(Inkolab, Zagreb, Croatia)에서 수행되었습니다. 잔류 효소 활성 및 플라보노이드 비활성화 동역학 분석은 UV-Vis 검출과 결합된 고성능 액체 크로마토그래피(HPLC UV-Vis, Agi-lent 1100, Agilent Technologies, Santa Clara, CA, USA)를 사용하여 수행되었습니다. 잔류 활성 계산 및 억제 동역학 매개변수는 프로그램 R(The R Project for Statistical Computing, Vienna, Austria) 및 Microsoft Excel(Microsoft, Redmond, WA, USA)을 사용하여 작성되었습니다.
4.2.방법
4.2.1. 효소 역학 및 잔류 활성의 측정
효소 인큐베이션은 378C의 수조에서 기계적 교반과 함께 3회 수행되었습니다. 억제제(플라보노이드)가 없는 대조군 샘플을 제외하고 최종 농도가 1 μM인 플라보노이드의 분취량을 메탄올에 용해시키고 유리관으로 옮기고 증발 건조시켰다. 용매를 증발시킨 후, 5 pmol CYP3A4 효소, 50 mM 인산칼륨 완충액(pH 7.4) 및 초순수로 구성된 인큐베이션 혼합물을 100 μL의 부피로 제조하였다. 0.1M G6P∶10mg/mL NADP + ∶1000IU/mL G6PDH=50∶25∶1(v/v/ø)로 구성된 NADPH 생성 시스템은 사용 직전에 준비되었습니다. 이 생성 시스템에는 NADP를 NADPH로 재생하는 포도당{18}포스페이트 탈수소효소가 포함되어 있어 배양 시 사이토크롬 P450 조효소(NADPH) 농도를 일정하게 유지합니다. 생성 시스템(최종 배양에서 부피의 15%, v/ø)을 추가하여 반응을 시작했습니다. Nifedipine은 200uM의 최종 농도에서 잔류 효소 활성을 테스트하는 데 사용되었습니다. 디클로로메탄 중 포름산의 얼음처럼 차가운 1% 용액 1mL를 사용하여 반응을 중단시켰다. 샘플을 혼합한 다음 1900g에서 10분 동안 원심분리했습니다(Rotofix32, Westfalia, Germany). 원심분리 후 2개의 층(물 및 유기층)이 형성되었습니다. 850μL의 유기층을 큐벳으로 옮기고 증발시킨 다음 분석물을 30μL의 메탄올에 용해했습니다. Agilent Zorbax SBC18 컬럼(4.6×250mm,3 μm, Agilent Technologies, Santa Clara, CA, USA)를 사용하여 HPLC로 샘플을 분석했습니다. 이동상은 메탄올과 물의 비율이 64:36으로 구성되어 있습니다. 분석은 등용매입니다. 유량은 1.0 mL로 설정되었습니다. min{39}}. 주입 부피는 10μL로 설정되었습니다. Nifedipine은 마커 기질로 사용되었습니다. 관찰된 반응은 nifedipine의 산화였으며, 크로마토그램은 254nm에서 기록되었습니다. 분석 기간은 25분으로 설정되었습니다. nifedipine의 머무름 시간은 7.1분, 산화된 nifedipine의 머무름 시간은 10.8분[42] 두 경우 모두 대조 시료에 대한 AUC(area under the curve)의 양으로 생성물의 양을 관찰하였다. 모든 플라보노이드, 최대 억제 농도의 절반(IC5), 일정 억제율(K;), 불활화 속도 상수(Kinect), 불활화 효능(Kinect/K;)을 결정하였다. Troleandomycin은 양성 대조군으로 사용되었습니다. troleandomycin의 비가역적 억제제인 시토크롬 P{50}}4.25μM 농도는 효소 활성을 35±5%로 감소시켰습니다.
4.2.2. 헤모크로모피리딘 분석
hemochromopyridine assay는 cytochrome P450 주기에서 반응성 중간체 형태에 의한 heme 파괴 가능성을 평가하는 데 사용되었으며 Flink and Watson[43]과 Paul et al. [44] 일부 수정. 디메틸설폭사이드(0.6 ~ 0.1 μM)에 용해된 헤민을 사용하여 검량선을 설정했습니다. 스펙트럼은 5{17}}0 ~ 600nm의 파장에서 기록되었습니다. 25 uM 억제제(플라보노이드)를 200 μL의 부피로 준비했습니다. NADPH 생성 시스템을 추가하여 반응을 시작하고(구성은 섹션 4.2.1 참조) 인큐베이션을 30분 동안 지속했습니다. 반응을 중지했습니다. 30분 후 피리딘(최종 농도 0.83M)과 수산화나트륨(최종 농도 0.06M)을 첨가하여 시료를 분광광도계(UV{19}}, Shimadzu Corporation, Kyoto, Japan)에서 1분 이내에 기록했습니다. 염기성 조건에서 pyridine hemochromogen의 불안정성으로 인한 알칼리성 용액의 첨가 [44] 샘플의 Heme 농도는 준비된 검량선을 기반으로 계산되었습니다.이 분석은 삼중으로 수행되었습니다. 슈퍼옥사이드 디스뮤타제(각 5IU) in t 무익한 촉매 주기를 통해 과산화수소의 생성을 방지하기 위한 배양 혼합물.
4.2.3. 의사-가역적 억제 분석
이 에세이의 목적은 산화제를 첨가하거나 첨가하지 않은 투석 후 효소 활성의 회복을 평가하여 제1철(Fe2+)과의 공유 복합체 형성을 테스트하는 것입니다. 각각의 플라보노이드에 대해 플라보노이드가 없는 배양 혼합물(대조군), 플라보노이드가 있는 배양 혼합물, 배양 후 산화제가 첨가된 플라보노이드와 배양 혼합물의 세 가지 유형의 실험을 수행했습니다. 억제제를 사용한 각 인큐베이션은 위에서 설명한 것과 동일한 실험 설정을 사용하여 30분 동안 수행되었습니다(섹션 4.2.1). 배양 후, 샘플을 투석 카트리지로 옮겼습니다. 산화제 - 헥사시아노철산칼륨의 20mM 용액을 투석 전에 배양 중 하나에 첨가했습니다[45]. 카세트(Slide-A-Lyzer Dialysis Cassettes, Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA)를 30분 동안 50mM 인산칼륨 완충 용액(pH7.4)에 담그었다(투석 용액은 3회 교환). 투석 후 샘플을 카세트에서 다시 유리관으로 옮기고 테스토스테론을 마커 기질로 사용하여 잔류 효소 활성을 평가했습니다(200μM 최종 농도). NADPH 생성 시스템이 또한 투석됨에 따라 효소 반응을 시작하기 위해 다시 인큐베이션에 추가되었습니다. 샘플을 동일한 설정으로 30분 동안 배양했습니다(섹션 4.2.1에 설명됨). 디클로로메탄 중 포름산의 빙냉 용액을 첨가하여 반응을 종결시켰다. 샘플을 HPLC로 분석하였다. 사이토크롬 P{20}}A4의 알려진 유사 비가역적 억제제인 Diltiazem을 양성 대조군으로 사용하여 제2철 형태로의 산화를 평가했습니다(완전한 효소 활성 회복이 관찰됨).
4.2.4.결과 처리
단측 t-검정은 잔류 활성 측정을 기반으로 샘플과 대조군 간의 차이의 통계적 유의성을 평가하는 데 사용됩니다. IC50 값을 계산하기 위해 비선형 방정식이 사용되었습니다. Michaelis-Menten 방정식을 사용하여 억제제의 불활성화 상수와 불활성화 속도를 결정했습니다. 통계 처리 및 그래프 작성은 Program R(The R Project for Statistical Computing, Vienna, Austria) 및 Microsoft Excel(Microsoft, Redmond, WA, USA)을 사용하여 수행되었습니다.
5. 결론
Acacetin, apigenin, chrysin 및 pinocembrin은 시험관 내에서 CYP3A4 효소 활성을 억제합니다. Chrysin은 가장 강력한 효소 억제제이며 IC50, K가 가장 낮습니다. Kinect 값과 가장 높은 비활성화 효능. 모든 플라보노이드는 효소의 헴 농도를 감소시켜 이것이 SOD와 CAT의 첨가로 막을 수 없는 반응성 중간체에 의한 비가역적 억제임을 확인시켜줍니다. 테스트된 플라보노이드 중 어떤 것도 25uM 농도에서 CYP3A4 효소의 가역적 또는 유사 비가역적 억제제로 작용하지 않습니다. 이러한 플라보노이드는 과일, 채소, 향신료, 차, 적포도주 등 다양한 식품에 풍부하게 함유되어 있어 CYP3A4 기질인 다양한 생체이물을 방해할 가능성이 있습니다. 이러한 식품-약물 상호작용의 가능성과 상호작용에서 다른 효소 및 수송체의 가능한 기여를 완전히 조사하기 위해서는 추가적인 생체 내 연구가 필요합니다.
이 기사는 Molecules 2021, 26, 3018에서 발췌했습니다.