만성 신장 질환이 있는 고양이의 혈청 및 분변 아미노산 프로필

추상적인

이 연구의 목적은 만성 신장 질환(CKD)이 있는 고양이의 혈청 및 분변 아미노산(AA)을 정량화하고 이를 건강한 고양이와 비교하는 것이었습니다. International Renal Interest Society Stage 1-4 CKD가 있는 35마리의 고양이와 16마리의 건강한 성인 및 노인 소유 고양이가 이 전향적 단면 연구에 포함되었습니다. 컬럼 후 닌히드린 유도체화와 함께 이온 교환 크로마토그래피 AA 분석기를 사용하여 혈청을 25개의 AA 농도에 대해 분석했습니다. 탠덤 질량 분광법을 이용한 액체 크로마토그래피를 사용하여 배설물 샘플을 22개의 AA 농도에 대해 분석했습니다. CKD 고양이는 페닐알라닌의 혈청 농도가 더 낮았습니다(평균 차이 ± 평균의 표준 오차: 12.7 ± 4.3 μM; p=0.03), 트레오닌(29.6 ± 9.2 μM; p {{19} }.03), 트립토판(18.4 ± 5.4 μM; p=0.005), 세린(29.8 ± 12.6 μM; p=0.03) 및 티로신(11.6 ± 3.8 μM; p {{ 37}}.01) 및 아스파르트산(4.7 ± 2.0 μM; p=0.01), -알라닌(3.4 ± 1.2 μM; p=0.01), 시트룰린(5.7 건강한 고양이와 비교했을 때 ± 1.6 µM; p=0.01) 및 타우린(109.9 ± 29.6 µM; p=0.01). 분변 AA 농도는 건강한 고양이와 CKD 고양이 간에 차이가 없었습니다. 3-Methylhistidine-to-creatinine은 근육 손실이 있거나 없는 건강한 고양이 사이에 차이가 없었습니다. CKD IRIS 1~4단계 고양이는 건강한 고양이에 비해 혈청 아미노산 프로필이 이상합니다.

키워드

고양이; 만성 신장 질환; 아미노산; 트립토판.

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소개

지방 저장소의 동시 손실이 있거나 없는 근육 손실은 만성 신장 질환(CKD)이 있는 고양이에서 발생하며 체중 감소에 기여할 수 있습니다[1,2]. 악액질은 급성 및 만성 질환에서 제지방 체질량의 손실이며 근육의 아미노산(AA)을 주요 에너지원으로 사용함으로써 발생합니다[3]. CKD에 이차적인 악액질은 사람에서 가장 잘 정의되었으며 수의학 종으로 외삽되었습니다. 사람과 쥐 모델에 대한 연구에 따르면, 악액질은 음의 ​​에너지 섭취의 결과이며, 대사성 산증, 전신 염증 및 인슐린 저항성으로 인한 이차적인 단백질 이화 작용의 증가입니다[4]. 또한 CKD는 소장에서 단백질 소화 효율 감소 및 AA 흡수 감소로 인해 단백질 동화 장애를 일으킬 수 있다[5,6]. 손상된 단백질 소화는 단백질 분해 박테리아의 풍부함과 요독 독소의 전구체로 AA의 발효를 증가시킵니다[4,7,8].

단백질 합성에는 아미노산이 필요합니다. 20개의 proteinogenic AA가 있으며, 그 중 11개는 고양이에게 필수적입니다. 비필수 AA와 비교하여 필수 AA는 유기체에서 합성할 수 없으며 식이 섭취가 필요합니다. 신장 질환이 있는 인간, 개, 고양이, 심지어 초기 질환이 있는 사람도 이전에 순환하는 AA의 비정상적인 프로필을 갖는 것으로 보고되었습니다[9-14]. 또한 대변 AA 프로필은 건강한 대조군과 비교했을 때 혈액 투석을 받는 사람과 설치류 CKD 모델에서 변경된 것으로 나타났습니다[6,15]. 현재까지 CKD 고양이의 분변 AA 농도와 혈청과 분변 AA 농도 사이의 상관관계는 문서화되지 않았습니다.

아미노산은 밀접하게 관련된 생체 활성 분자를 형성하기 위해 인산화 또는 메틸화와 같은 번역 후 변형을 겪을 수 있습니다. 이러한 아미노산 중 하나는 3- 메틸히스티딘(3-MH)으로, 골격근에서 합성되어 근육이 분해되는 동안 순환계로 방출되고 변하지 않은 채 소변으로 배설됩니다[16]. 이전 연구에서는 혈장 3-MH 농도가 건강한 대조군 고양이에 비해 CKD가 있는 고양이에서 더 높고 식욕이 없는 CKD 고양이에서 정상적인 식욕을 가진 고양이에 비해 더 높다고 보고했습니다[9]. 나이는 질병(즉, 근감소증)이 없는 고양이의 제지방 체질량 손실과 관련이 있으며, 노령 고양이는 어린 고양이보다 근육감소증이 더 흔합니다[17,18]. 혈청 크레아티닌은 골격근 질량의 대리 마커이기 때문에 3-MH를 크레아티닌 농도(3-MH/Crea)로 정규화하는 것이 노인의 근육 단백질 회전율의 바이오마커로 사용되었습니다[19,20] . 수의학에서 순환하는 3-MH 농도와 고양이의 근육 손실 사이의 잠재적인 관계는 이전에 평가되지 않았습니다.

우리는 CKD가 있는 고양이가 건강한 고양이와 비교할 때 비정상적인 혈청 및 배설물 AA 프로필을 가질 것이라는 가설을 세웠습니다. 특히, 우리는 CKD 고양이가 필수 AA의 혈청 농도를 감소시켰고 동시에 이러한 AA의 배설물 농도를 증가시켜 소장에서 단백질 동화 장애를 뒷받침할 것이라는 가설을 세웠습니다. 또한 3-MH/Crea 비율이 건강한 성묘와 노령 고양이의 근육 손실 평가에 도움이 될 것이라는 가설을 세웠습니다. 이러한 가설을 테스트하기 위해 연구의 주요 목적은 CKD가 있는 고양이의 혈청 및 배설물 AA 농도를 정량화하고 이를 건강한 고양이 그룹의 농도와 비교하는 것이었습니다. 2차 목표는 건강한 성체 및 노령 고양이의 근육 상태 점수(MCS)와 3-MH/Crea의 단면적 관계를 조사하는 것이었습니다.

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재료 및 방법

1. 연구 설계 및 고양이 선택

이 전향적 횡단면 연구에서는 2018년에서 2020년 사이에 콜로라도 주립 대학 수의학 교육 병원의 고객으로부터 건강한 성숙한 성인 고양이(8세 이상)와 CKD 진단을 받은 고양이를 모집했습니다. , 고양이는 고객 이력 및 과거 의료 기록 검토, 단일 보드 인증 내과 전문의가 수행한 전체 신체 검사, CBC, 혈청 생화학 프로파일, 소변 검사, 혈청 총 티록신 농도, 도플러 및 소변 단백질 대 크레아티닌 비율(소변 단백질 딥스틱이 1 플러스 이상인 경우). 신체 검사에는 9-점 신체 상태 점수(BCS; Nestle Purina, St. Louis, MO, USA)와 근육 상태 점수(MCS)가 포함되었습니다[21,22]. CKD가 있는 고양이는 IRIS(International Renal Interest Society) 지침에 따라 병기를 결정했습니다[23]. 고양이는 혈청 크레아티닌에 기초하여 IRIS CKD 1기로 분류되었습니다.<1.6 mg/dL with an inadequate urinary concentrating ability (urine specific gravity (USG) ≤1.035) and either abnormal renal palpation or renal imaging findings consistent with chronic renal degenerative disease. Cats were diagnosed as IRIS CKD Stage 2–4 based on a serum creatinine >1.6 mg/dL with an inadequate urinary concentrating ability. Cats were considered healthy based on an unremarkable client history, physical examination, and normal laboratory testing including a serum creatinine ≤1.8 mg/dL and urine specific gravity (USG) >1.035. 등록 시 소유자는 5-포인트 척도(섭취량의 0%, 25%, 50%, 75% 또는 100%)를 사용하여 고양이의 식욕을 주관적으로 평가하도록 요청받았습니다.

제외 기준에는 급성 폐쇄성 요로 질환, 요로 감염 또는 최근 입원과 같은 CKD의 합병증 및 당뇨병, 갑상선 기능 항진증 또는 알려진 또는 의심되는 위장관 질환(음식 반응성 만성 장병증 포함)을 포함한 전신 질환의 진단이 포함되었습니다.

2. 혈청 아미노산 분석

소유자는 채혈 전 최소 12시간 동안 고양이에게 음식을 제공하지 않도록 지시받았습니다. 헤파린 처리되지 않은 멸균 튜브에 혈액을 채취하고 혈전 형성 후 5000 rpm에서 5분 동안 원심분리(샘플 수집 30분 이내)했습니다. 혈청을 즉시 채취하여 분석을 위해 드라이아이스에 담아 Texas A&M Gastrointestinal Laboratory로 배송하기 전에 0~2주 동안 -80 ◦C에서 보관했습니다. 도착하자마자 샘플을 실온에서 해동하고 내부 표준으로 500 μM L-노르류신을 포함한 5%(w/v) 설포살리실산의 동량으로 단백질을 제거했습니다. 그런 다음 샘플을 10000×g에서 5분 동안 원심분리하기 전에 4°C에서 10분 동안 보관했습니다. 상등액을 PVDF 0.2 µm 기공 크기의 원심분리 필터로 옮기고 4 ºC에서 5분 동안 10,000×g로 원심분리하였다. 그런 다음 컬럼 후 닌히드린 유도체화(Biochrom 30 plus , Biochrom Ltd., Holliston, MA, USA)가 포함된 이온 교환 크로마토그래피 아미노산 분석기를 사용하여 샘플의 아미노산 함량을 분석했습니다. 100 마이크로리터의 여과된 상청액을 자동 샘플러 바이알로 옮기고 분석 컬럼에 30 μL를 자동 주입하기 전에 최대 48시간 동안 4 ºC에서 보관했습니다.

다음 25개 아미노산 및 관련 화합물의 혈청 농도를 분석했습니다. , L-히스티딘, 히드록시-L-프롤린, L-이소류신, L-류신, L-라이신, L-메티오닌, 3-MH, L-오르니틴, L-페닐알라닌, L-프롤린, L-세린, L-트레오닌, L-트립토판, L-티로신, L-발린. 2.5μM에서 750μM 범위의 표준 곡선의 R2는 모든 화합물에 대해 0.998보다 컸습니다. 250 μM에서 내부 표준 L-노르류신의 피크 면적은 모든 샘플 및 표준에 대한 평균의 2 표준 편차 이내였습니다. 작업 표준 교정기는 250μM에서 준비되었고 5% 미만의 결과 농도 사이의 편차로 10회 주입마다 실행되었습니다. 정량화의 하한은 표준 곡선에서 관찰된 비율과 예상 비율이 80-120% 사이에서 유지되는 최저 농도를 사용하여 계산되었습니다.

EZChrom Elite™ VA04.08(Agilent Technologies Inc., Santa Clara, CA, USA) 데이터 처리 소프트웨어와 통합된 Biochrom BioSys V.3.0 소프트웨어를 사용하여 아미노산 농도를 계산했습니다.

계피 추출물

3. 분변 아미노산 분석

소유자는 배변 후 12시간 이내에 고양이의 배설물 샘플을 수집하고 수집 후 24시간 이내에 샘플을 얼음 위에 병원으로 가져갈 때까지 밀봉된 용기에 임시로 4ºC에서 보관하도록 지시받았습니다. 대변 ​​분취량은 분석 전까지 -80 ºC에 보관했습니다. 연구 등록 후, 모든 배설물 샘플을 탠덤 질량 분석기를 사용한 액체 크로마토그래피 분석을 위해 외부 실험실(Metabolon Inc., Morrisville, NC, USA)로 보냈습니다. 다음 22개의 AA에 대해 대변 샘플을 분석했습니다: L-알라닌, L-아르기닌, L-아스파라긴, L-아스파르트산, L-시트룰린, L-글루탐산, L-글루타민, 글리신, L-히스티딘, 하이드록시-L -프롤린, L-이소류신, L-류신, L-리신, L-메티오닌, L-오르니틴, L-페닐알라닌, L-프롤린, L-세린, L-트레오닌, L-트립토판, L-티로신, 및 L- 발린.

대변 ​​샘플을 동결건조하고 분취량을 칭량했습니다. 건조된 분변을 유기용매로 추출하고 상등액의 일부를 깨끗한 샘플 플레이트로 옮겼다. 상등액 분취량을 안정한 표지된 내부 표준(표 S1)으로 스파이킹하고 유기 용매로 단백질 침전을 수행했습니다. 분석 기준 물질(Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA) 및 동위원소 표지된 내부 표준(Sigma-Aldrich, Cambridge Isotope Laboratories, CDN Isotopes)을 얻었다. 원심분리 후, 상청액의 일부를 희석하여 C18 역상 초고성능 액체 크로마토그래피 컬럼이 장착된 Agilent 1290/AB Sciex QTrap 5500 액체 크로마토그래피-탠덤 질량 분석 시스템에 주입했습니다. 질량 분석기는 전자분무 이온화를 사용하여 포지티브 모드로 작동되었습니다.

pseudo-MRM 모드에서 해당 내부 표준의 모이온 피크 면적에 대해 개별 분석물 모이온의 피크 면적을 측정했습니다. 각 실행 직전에 준비한 강화된 보정 표준에서 생성된 가중 최소 자승 회귀 분석을 사용하여 정량화를 수행했습니다. 원시 데이터는 SCIEX OS-MQ 소프트웨어 v1.7을 사용하여 수집 및 처리되었습니다. Office 365 v.16용 Microsoft Excel을 사용하여 데이터 축소를 수행했습니다.

아미노산 패널의 22개 분석물에 대해 품질 관리 샘플을 준비하기 위해 단일 로트의 혈장을 사용했습니다. 분석 성능을 모니터링하기 위해 2개의 검량선과 6개의 품질 관리 샘플(플레이트당)이 포함된 96-웰 ​​플레이트 형식으로 샘플 분석을 수행했습니다. 각 샘플 실행에서 해당 품질 관리 복제를 사용하여 정밀도를 평가했습니다. 분석 내 정밀도(% CV)는 20% 이하였습니다. 단일 배치를 준비하고 처리했습니다. 샘플 분취 중량을 기준으로 농도 값을 보정했습니다. 값은 µg/g로 표시됩니다. 글루타민의 정량 하한(LLOQ)은 2.5µg/g입니다. L-알라닌, L-아르기닌, L-리신, L-프롤린, L-티로신 및 L-발린의 경우 LLOQ는 1.0 ug/g이었습니다. 글리신의 경우 LLOQ는 0.75 µg/g입니다. L-글루탐산, L-히스티딘, L-류신, L-트레오닌 및 L-트립토판의 경우 LLOQ는 0.5 µg/g입니다. L-페닐알라닌 및 L-세린의 경우 LLOQ는 0.4 µg/g입니다. L-asparagine, L-aspartic acid, L-isoleucine 및 L-ornithine의 경우 LLOQ는 0.25 µg/g입니다. L-시트룰린의 경우 LLOQ는 0.2 µg/g입니다. L-메티오닌의 경우 LLOQ는 0.125 µg/g입니다. 하이드록시-L-프롤린의 경우 LLOQ는 0.05µg/g이었습니다.

4. 통계분석

IRIS CKD 단계 간의 결과를 통계적으로 비교하기 위해 연구에 등록된 1단계 및 4단계 CKD 고양이가 소수인 경우 1단계 및 2단계 CKD 고양이와 3단계 및 4단계 CKD 고양이를 결합했습니다.

건강한 고양이와 CKD 고양이의 AA 측정치에 대한 히스토그램과 QQ 플롯은 대략적인 정규성 가정을 확인했습니다. 박스플롯을 조사한 결과 CKD 고양이의 측정치는 종종 건강한 고양이보다 더 가변적이었습니다. 따라서 Welch 테스트를 사용하여 두 개의 독립적인 그룹(즉, 건강한 고양이와 CKD 고양이) 간의 연속 변수를 비교했습니다. Holm-Sidak의 다중 비교 테스트를 사용한 일원 Welch의 ANOVA를 사용하여 3개의 독립적인 그룹(즉, 건강한 고양이, CKD 1단계 및 2단계 고양이, CKD 3단계 및 4단계 고양이) 간의 변수를 비교했습니다. 또한 Spearman 상관계수(rho)를 계산하여 혈청과 분변 AA 농도와 혈청 크레아티닌 농도, 혈청 크레아티닌과 3-MH 농도, 혈청과 분변 AA 농도 간의 상관관계를 평가하였다. Benjamini, Krieger 및 Yekutieli[24]의 적응 방법은 q-값을 5%로 설정하여 잘못된 발견 비율을 제어하는 ​​데 사용되었습니다. 통계 분석을 위해 측정 가능한 농도가 없는 모든 샘플은 0로 보고되었습니다. 가능한 경우 정량 한계보다 낮거나 높은 농도의 샘플에 대해 절대값을 사용했습니다. 건강한 고양이와 CKD 고양이에서 보고된 혈장 AA 농도의 표준 편차를 사용하여[9], 우리 연구에서 샘플 크기로 검출할 수 있는 각 AA에 대한 최소 차이를 결정하기 위한 분석이 수행되었습니다(건강한 고양이의 경우 16마리, CKD 고양이의 경우 26마리). ). 분석은 80퍼센트의 검정력과 {{20}}.05의 알파로 각 AA에 대해 감지할 수 있는 최소 차이를 얻었습니다. 분석을 기반으로 감지할 수 있는 최소 차이는 1 표준 편차의 차이입니다. 통계 분석은 통계 소프트웨어 프로그램(GraphPad Prism 9.2.0; GraphPad Software, La Jolla, CA 및 SAS 9.4; SAS Institute, Cary, NC, USA)을 사용하여 수행하였다. 수정된 p-값 < 0.05는 유의한 것으로 간주되었습니다.

씨스탄슈 캡슐

논의

이 연구에서 우리는 건강한 성숙한 성체와 노인 고양이 및 CKD를 가진 고양이 사이의 프로필을 비교하기 위해 혈청 및 분변 AA 농도를 측정했습니다. 첫째, 우리는 CKD 고양이가 비정상적인 혈청 AA 프로필을 가지고 있음을 발견했습니다. 특히 CKD 고양이는 건강한 고양이와 비교할 때 3가지 필수(페닐알라닌, 트레오닌, 트립토판) 및 2가지 비필수 AA(세린, 티로신)의 혈청 농도가 더 낮았습니다. 혈청 AA 프로필의 변경은 초기 질병(IRIS 1단계 및 2단계)이 있는 고양이에서 발생했으며, 이상의 크기는 여러 AA(아스파르트산, - 알라닌, 시트룰린, 류신, 페닐알라닌, 세린, 타우린, 트립토판, 발린). 둘째, 우리의 가설과는 달리 건강한 고양이와 CKD 고양이 사이에 분변 AA 농도에서 유의미한 차이를 발견하지 못했습니다. 이것은 단백질의 동화 작용 장애와 대변에서 AA의 후속 손실이 CKD 고양이에서 상당히 혼란스러운 혈청 AA 프로파일의 주요 원인이 아닐 수 있음을 시사합니다. 고양이의 혈청 AA 상태를 변경시키는 다른 잠재적인 원인으로는 앞서 논의한 바와 같이 불충분한 에너지 섭취와 증가된 단백질 이화작용, 세뇨관 기능 장애로 인한 뇨중 AA 손실, 일부 AA의 신장 대사 감소, 전신 염증으로 인한 AA 대사 변경 등이 있습니다. [25,26]. 이 연구에서 대부분의 CKD 고양이는 등록 시 얻은 식욕 점수에 따라 적절한 식욕을 가졌습니다. 그러나이 점수 체계는 주관적이며 제공된 정보를 기반으로 일일 칼로리 섭취량을 계산할 수 없었습니다. 따라서 이러한 CKD 고양이의 비정상적인 AA 프로필에 기여하는 요인으로 부적절한 섭취를 배제할 수 없습니다. 마지막으로, 우리는 3-MH/Crea 비율이 건강한 성인 고양이와 근육 손실이 있는 노령 고양이 사이에 큰 차이가 없다는 것을 발견했습니다.

이전 연구에서는 CKD 고양이의 식전 혈장 AA 농도를 평가했으며 건강한 고양이와 비교하여 CKD 고양이에서 비정상적인 혈장 AA 프로필을 보여주었습니다[9]. 우리의 연구는 건강한 고양이와 CKD 고양이 사이의 AA 농도에서 몇 가지 유사한 차이를 보여주었습니다. 두 연구 모두 건강한 고양이와 비교할 때 CKD 고양이에서 트립토판과 티로신 농도가 상당히 낮고 시트룰린 농도가 더 높은 것으로 나타났습니다[9]. 일반적으로 사람의 혈장과 혈청 모두에서 대사체 농도의 재현성이 우수합니다. 그러나 일부 AA 농도(즉, 아르기닌, 세린, 페닐알라닌, 글리신)는 혈청에서 더 높을 수 있습니다[27]. 따라서 우리 연구와 혈장 내 AA 농도를 측정한 이전 연구 사이의 결과를 직접 비교할 때 약간의 주의가 필요합니다.

일부 AA의 경우 필수 AA 타우린과 비필수 AA 아스파르트산, 시트룰린 및 -알라닌을 포함하여 건강한 고양이보다 CKD 고양이에서 혈청 농도가 더 높았습니다. 타우린과 시트룰린의 순환 농도는 고양이와 신장 기능 장애가 있는 사람에게서 더 높습니다[9,28]. 시트룰린의 경우, 이 발견은 신장에 의해 시트룰린이 아르기닌으로 전환되는 것이 감소했기 때문입니다[29]. 타우린은 사람과 개와 달리 고양이에게 필수 아미노산이므로 고양이는 음식 섭취가 필요합니다. CKD 고양이의 높은 혈청 타우린 농도는 신장 배설 감소의 결과일 수 있습니다[30]. CKD 고양이에서 α-알라닌과 아스파르트산의 순환 농도가 더 높은 이유는 알려져 있지 않습니다. 그러나 이것은 신장 질환이 있는 사람들에게 기록된 순환 AA 프로파일(즉, 높은 비필수 및 낮은 필수 AA)의 패턴과 일치합니다[28,31].

류신, 페닐알라닌, 라이신, 히스티딘, 메티오닌, 티로신 및 트립토판의 대변 농도는 건강한 대조군과 비교할 때 혈액 투석을 받는 말기 신장 질환(ESRD) 환자에서 극적으로 증가했습니다[15]. ESRD 환자의 결장에 있는 이러한 소화되지 않은 AA는 주요 소화관 유래 요독 독소, 인독실 설페이트(IS) 및 p-크레졸 설페이트(PCS)를 생성하는 단백질 분해 박테리아를 선호할 수 있습니다[32]. 사람, 고양이, 개는 IS를 축적하는 반면 일부 종은 체순환에서 pCS를 축적하고 이러한 요독 독소의 축적은 주로 세뇨관 배설 감소의 결과입니다[33-35]. 그러나 일부에서는 결장에서 단백질 동화 작용 장애와 증가된 AA가 결장에서 단백질 분해 박테리아를 선호하여 순환 농도에 기여할 수도 있다고 이론화합니다[6,32]. 우리의 가설과는 달리, 우리의 연구는 CKD와 건강한 고양이 사이의 배설물 AA 농도에 유의미한 차이를 보이지 않았습니다. 이것은 CKD 고양이에서 순환하는 IS 및 pCS의 축적에서 소화되지 않은 AA의 기여에 의문을 제기합니다. 분변 AA 농도의 차이가 없는 것은 환자 집단 때문일 수 있습니다. 우리 연구에서 대부분의 고양이는 임상적으로 안정적이었고, 우리 연구 코호트에는 의미 있는 비교를 하기에는 4기 CKD 고양이가 너무 적었습니다(n=4). 배설물 AA 프로필의 더 큰 차이는 말기 CKD가 있는 고양이에서 더 잘 평가될 수 있습니다.

건강한 고양이와 CKD 고양이의 혈청 3-MH 농도를 측정했습니다. 예상대로, 우리는 CKD 고양이가 건강한 대조군 고양이에 비해 더 높은 혈청 3-MH 농도를 가지고 있고 혈청 3-MH 농도가 혈청 크레아티닌 농도와 양의 상관관계가 있음을 발견했습니다. 이것은 3-CKD 환자의 혈장 또는 혈청 내 MH 농도가 건강한 대조군보다 높다는 것을 발견한 고양이, 개 및 사람에 대한 이전 연구 결과와 유사합니다[9,11,28]. 이 발견은 CKD 환자에서 3-MH의 신장 배설 감소에 기인합니다. 이러한 이유로 근육 손실이 있는 CKD 고양이에서 3-MH/Crea 비율을 수행하지 않았습니다. 크레아티닌이 교란 요인이기 때문입니다. 3-MH/Crea 비율이 건강한 다 자란 고양이와 노령 고양이의 골격근 퇴화 지표로 사용될 수 있는지 알아보기 위해 3-근육 손실이 있는 고양이와 그렇지 않은 고양이 간에 MH/Crea 비율을 비교했습니다. 한 명의 수의사가 얻은 MCS를 사용하여 이 고양이 그룹의 근육량을 평가했습니다. MCS의 추정은 훈련된 개인이 클리닉 환경에서 수행하기 쉽고 비침습적이며 관찰자 간에 상당한 반복성과 적당한 재현성을 갖는 것으로 밝혀졌습니다[36]. 경증에서 중등도의 근육 손실이 있는 건강한 고양이는 주관적으로 근육 손실이 없는 고양이보다 평균 3-MH/Crea 비율이 높았지만, 이 결과는 통계적으로 유의하지 않았습니다. 연구 코호트[20,37]. 고양이의 골격근 퇴화의 바이오마커로 3-MH를 사용하는 것은 추가 조사가 필요합니다.

CKD 환자의 악액질과 싸우기 위해 임상의는 신체 활동을 늘리고, 대사성 산증을 치료하고, 교정 가능한 염증 인자(예: 장 질환)를 제거하여 단백질 이화작용을 최소화할 것을 권장합니다. 또한 영양 요법을 최적화하는 것이 중요합니다. 사람과 마찬가지로 소화가 잘 되는 단백질원을 사용하여 단백질 섭취를 줄이고 적절한 열량 섭취를 유지하는 것이 CKD 고양이 치료의 핵심입니다[38,39]. IRIS 1기 및 2기 CKD가 있는 고양이를 대상으로 한 이전 연구에서는 6개월 동안 단백질 제한 신장 치료 식단(6.7g/100kcal)을 사용하여 필수 AA 트레오닌의 섭취를 강화한 결과 제지방량을 유지한 것으로 나타났습니다(Hill's Prescription Diet k/d 고양이와 닭, Hill's Pet Nutrition, Topeka, KS, USA) [40]. 식이 전환 전후의 아미노산 프로필은 이 고양이에서 평가되지 않았습니다. 우리는 건강한 대조군 고양이에 비해 CKD 고양이의 혈청에서 트레오닌이 낮다는 것을 발견했으며, 이는 CKD 고양이에서 이 AA 보충의 잠재적 이점을 추가로 뒷받침합니다. 혈액 투석을 받는 사람들에게 AA 및 펩타이드 형태의 단백질을 포함한 다량 영양소로부터 칼로리를 공급하는 데 사용되는 경구 기능 식품은 혈청에서 대부분의 AA 농도를 개선했습니다[41]. 이러한 연구에 따르면, 필수 AA로 강화된 신장 치료용 식단은 제지방량을 유지하고 잠재적으로 혈청 AA 농도를 개선하기 위해 CKD 고양이에게 도움이 될 수 있습니다. 그러나 후자는 아직 밝혀지지 않았습니다.

시탕슈 파우더

이 연구에는 한계가 있습니다. 고양이 개체군에 대해서는 건강한 노인 고양이를 찾을 수 없기 때문에 대조군은 CKD 그룹과 연령이 일치하지 않았습니다.<14 years of age in the referral hospital population. As a result, the healthy control cats were significantly younger than the CKD cats, which may have affected our conclusions. In people, serum AA profiles differ between the young and elderly, and therefore, the deranged serum AA profile in CKD cats in comparison to the healthy controls may be explained in part by age [42,43]. Second, our results reflect only a single time-point and are not representative of dynamic changes that may occur in circulating or fecal AA concentrations. Third, deproteinization of serum was not performed until after freezing and just before analysis within 2 weeks of collection. Deproteinization prevents losing AA by co-precipitation with other serum proteins, therefore this may have impacted our results, especially for sulfur-containing AAs (methionine, taurine) [44]. However, all samples were handled similarly, so any effect should have been standardized across all samples. Lastly, all healthy cats and the majority of CKD cats (21/26) were fasted before blood collection. In cats, there is a mild postprandial rise in plasma AA concentrations, and the magnitude of the postprandial rise varies based on the AA concentration of the diet and feeding regimen [45–47]. Therefore, the fed state of these five CKD could have affected results to an unknown degree.

결론

IRIS 단계 1-4 CKD가 있는 고양이는 건강한 성숙한 성체 및 노령 고양이와 비교할 때 일부 필수 AA의 혈청 농도가 낮으므로 CKD 고양이의 비정상적인 혈청 AA 프로파일은 식이 관리의 치료 목표가 될 수 있습니다. 분변 AA 농도는 CKD와 건강한 고양이 사이에 유의미한 차이가 없었으며, 따라서 AA의 분변 배설은 CKD 고양이에서 기록된 비정상적인 혈청 AA 프로파일의 주요 원인일 가능성이 낮습니다. 혈청 3-MH 농도는 건강한 대조군보다 CKD 고양이에서 더 높으며, 이러한 발견은 감소된 신장 배설에 기인합니다. 3-MH/Crea 비율은 정상적인 근육량을 가진 고양이에 비해 근육 손실이 있는 건강한 고양이에서 유의미하게 높지 않았습니다. 그러나 작은 샘플 크기를 감안할 때 추가 평가가 필요합니다.

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1 Carlson 수의과 대학, Oregon State University, Corvallis, OR 97331, USA

2 미국 오하이오 주 콜럼버스 오하이오 주립 대학교 수의학 임상 과학부; quimby.19@osu.edu

3 Texas A&M Gastrointestinal Laboratory, 소동물임상과학과, College Station, TX 77843, USA; ablake@cvm.tamu.edu (AB); jsteiner@cvm.tamu.edu (JMS); jsuchodolski@cvm.tamu.edu (JS)

4 만화경 통계 수의학 연구 컨설팅, Athens, GA 30606, USA; deborah.a.keys@kaleidoscopestatistics.com